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¿Por qué AUG es el codón de iniciación?

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¿Hay alguna razón por la que AUG sea el codón de iniciación? ¿No puede comenzar la traducción con diferentes codones?


Una buena pregunta (¡si está un poco confundida entre transcripción y traducción!)

AUG no siempre es el codón de inicio, pero cualquiera que sea el codón, siempre codificará para Metionina (o fMet, pero sigue siendo una variación de Met), incluso si el codón codifica para un aminoácido diferente de otra manera. Se utiliza un ARN de transferencia separado (ARNt, el ARNt iniciador) para la disposición de este primer paso, guiado por eIF2 [en eukarya].

En este sentido, se trata menos de "por qué AUG" que de "por qué este ARNt iniciador específico", la respuesta es que tiene ciertos elementos de secuencia y modificaciones que lo distinguen de los ARNt de elongación que se unen a factores de elongación y, por lo tanto, están dirigidos al ribosoma. Sitios A y B en lugar del sitio P ribosómico (con la función que depende de la forma, básicamente está configurado para establecer la transcripción en lugar de alargar un polipéptido de cadena naciente existente).

"Los elementos de identidad parecen sintonizar finamente la estructura del ARNt iniciador, y la creciente evidencia sugiere que el cuerpo del ARNt está involucrado en la transmisión de la señal de que se ha encontrado el codón de inicio al resto del complejo de preiniciación". - Kolitz y Lorsch, 2010

Los otros codones de inicio son solo de la variación química natural (o evolución, de cualquier manera que se mire) dando lugar a diferentes formas de proteínas que reconocen codones.

La maquinaria para iniciar la traducción funciona, y como tal está "conservada", la evolución la ha mantenido, y por eso siempre es el mismo codón (más o menos). Las arqueas tienen un tallo aceptor de tRNAi de forma muy similar, y es un ligando igualmente bueno, lo que muestra cuán antiguo es el sistema y da una idea de lo fundamentalmente difícil que debe ser para un organismo cambiar un sistema como este a través de una mutación (3.500 millones de años de la evolución no puede estar mal! etc. jaja).

No solo para pasar por alto la parte en la que dije que los codones que no son AUG también se usan (en levaduras y células de mamíferos), lo siguiente es de un estudio en el que se encontró que el cambio de 1 (y solo 1) de las bases de AUG aún está permitido iniciación de la traducción:

"El reconocimiento erróneo que ocurre naturalmente indica que la discriminación de dos codones casi afines emparejados de bases del codón AUG emparejado de tres bases perfecto está sujeto a errores. Las mutaciones en los factores de iniciación de la traducción, como eIF1 y eIF2b, aumentan aún más los niveles de estos errores.

Dos interacciones de emparejamiento de bases entre codones no AUG y el anticodón del Met-tRNAi son suficientes para desencadenar el inicio de la traducción, lo que sugiere que el eIF1 de tipo salvaje juega un papel en la monitorización de las interacciones de emparejamiento de bases adecuadas cuando se busca el sitio de inicio de AUG. Se podría predecir que el Met-tRNAi, no un tRNA afín que coincide con un codón individual que no es AUG, se usa en el inicio de la traducción en estos codones de inicio que no son AUG.

El complejo de iniciación de la traducción se unirá solo al Met-tRNAi en contraposición a otros tRNA porque el Met-tRNAi tiene una secuencia única y características estructurales que le permiten ser cargado en eIF2 del complejo ternario y le permiten encajar en el sitio P del ribosomente. = "bottom" data-s-popover-position = "bottom" title = "Siga esta respuesta para recibir notificaciones"> Siga


Según una investigación empírica reciente (Wang et al., 2018) sobre eucariotas, básicamente los codones de inicio que no son AUG tienen una eficiencia [de iniciación de la traducción] dependiente del contexto, mientras que AUG es una "cosa segura", es decir, los nucleótidos que lo rodean tienen poco impacto en su eficiencia.

Hay algunas explicaciones bioquímicas teóricas para esto, que citaré tal cual:

Demostramos que los codones que no son AUG son más dependientes de su contexto de secuencia de nucleótidos circundante que los codones AUG. El apareamiento de bases entre un codón de inicio AUG y un anticodón del ARNt iniciador junto con las interacciones entre el ribosoma de barrido y los nucleótidos que rodean el codón de inicio (p. Ej., La interacción entre Arg55 del factor de iniciación eucariota 2a y la posición -3 […]) provocan la complejo de preiniciación para cambiar de una conformación abierta a una cerrada de modo que pueda ocurrir el inicio de la traducción. La mayoría de los complejos de preiniciación experimentan el inicio de la traducción cuando encuentran un codón de inicio AUG, ya sea en un contexto eficiente o ineficaz, porque la fuerte interacción entre el codón y el anticodón proporciona suficiente energía para impulsar el cambio conformacional. Sin embargo, los desajustes entre un codón de inicio que no es AUG y el anticodón reducen la energía de unión del codón y el anticodón. Por lo tanto, las contribuciones de las interacciones entre el complejo de preiniciación y los 'nucleótidos de contexto' probablemente se vuelvan más significativas y necesarias. También mostramos que el contexto de la secuencia, específicamente la posición +4, afecta la eficiencia de cada codón de inicio no AUG de manera diferente. El efecto diferencial observado de la posición +4 demuestra que las propiedades de la secuencia pueden tener efectos específicos de codones sobre la eficiencia de TIS. Es posible que existan otras propiedades con efectos específicos de codones. Además, las diferencias en estas propiedades entre los reporteros pueden explicar por qué algunos estudios previos han identificado GUG o ACG como el codón de inicio no AUG más eficiente […] mientras que otros están de acuerdo con nuestros hallazgos […].

También se señala en el documento, en algunos casos de esquina (secuencias específicas) una secuencia que contiene un codón que no es AUG puede ser "tan eficiente" como otra secuencia que contiene un AUG. (Desde el diagrama de caja, me parece que algunas secuencias que no son AUG tienen mejor eficiencia que algunas secuencias de AUG, pero el documento lo expresa como "tan bueno como".)

De todos modos, esta inversión de eficiencia solo ocurre en algunas secuencias específicas. En promedio, en todas las secuencias, AUG tiene la mejor eficiencia.


Si retrocedemos [más atrás en el tiempo evolutivo] a los procariotas, en 2017 se realizó un estudio similar de todos los posibles codones iniciales en E. coli. El panorama es un poco diferente en el sentido de que, aunque AUG todavía está por delante en términos de eficiencia, pero junto con GUG y UUG forman un grupo propio, muy por delante del resto.

La explicación estándar para esto que encontré en una revisión es que AUG, GUG y UUG están decodificados por fMet-tRNAfMet. (También se proporciona en una respuesta aquí, basada en una revisión anterior). En realidad, la revisión anterior ofrece un poco más de información:

AUG es el codón iniciador más común porque forma la interacción más estable con el anticodón CAU en fMet-tRNA

Por supuesto, uno podría preguntarse de manera equivalente cómo es que esta enzima coevolucionó con los codones de inicio (que decodifica). Pero no he encontrado una respuesta a eso. Probablemente voy a hacer eso como una pregunta separada.


En primer lugar, es el secuencia de codificación, el marco de lectura abierto (ORF), y no el gen que comienza con AUG. Además, en realidad hay bastantes ORF que comienzan con diferentes codones de iniciación, son solo las excepciones en lugar de la norma.

En cuanto a la necesidad, puede pensar en los codones START y STOP como signos de puntuación. El AUG se lee como la primera letra (mayúscula) de una oración (si me permiten extender un poco la definición de puntuación). Lea sobre el proceso de traducción, el ribosoma se unirá a la molécula de ARNm que incluye UTR, usa el codón AUG como una indicación de que ahora debería comenzar a traducir.

Las UTR son las regiones no traducidas y, a menudo, contienen secuencias reguladoras que pueden controlar la traducción. Sin embargo, estos no deben estar en el producto proteico final, por lo que la maquinaria celular necesita una forma de saber dónde termina la UTR y comienza la secuencia de codificación.


Interpretación de la pregunta

Hay dos preguntas aquí. El de los codones de inicio alternativos es fáctico y ha sido bien respondido por Louis Maddox. La otra es una cuestión evolutiva que yo reformularía como

"¿Por qué se seleccionó la metionina como aminoácido de inicio?"

Como Louis Maddox, habría dicho que esto era casi imposible de responder. Sin embargo, resulta que hay al menos una hipótesis, quizás relacionada con los comentarios sobre la respuesta de Maddox, por lo que creo que es útil presentarla y discutirla.

La hipótesis reguladora de la metionina como iniciador

Esta hipótesis fue presentada por Bhattacharyyaa y Varshney en un artículo en RNA Biology (2016). (Es posible que se requiera una suscripción personal o institucional para acceder a la versión completa). Su argumento se puede resumir como:

  • La metionina no desempeña un papel en las proteínas que otras cadenas laterales de aminoácidos alifáticos no podrían, y es uno de los aminoácidos más raros de las proteínas.
  • La síntesis de metionina tiene el mayor costo metabólico entre los aminoácidos.
  • La síntesis de metionina (y norte-formilmetionina) depende del metabolismo de un carbono.
  • Por lo tanto, su adopción como iniciador de la traducción podría haber sido para asegurar que la síntesis de proteínas solo ocurriera cuando hubiera suficiente energía en la célula para el metabolismo de un carbono y, por implicación, para la síntesis de proteínas en sí.
  • Además, el requisito de S-adenosil metionina para la metilación de ARNr y ciertos ARNt representaría un acoplamiento específico a otros componentes de la síntesis de proteínas.

[Síntesis de metionina - de Berg et al., Sección 24.2.7]

Comentarios

Una dificultad que personalmente tengo con esta hipótesis es que esperaría que un mecanismo evolucionara primero y que la regulación solo apareciera más tarde. Una posible solución sería si la metionina hubiera desplazado un aminoácido hidrofóbico similar como la norleucina del código genético temprano, como sugirieron Alvarez-Carreño et al .. Antes de esto, se supondría que la iniciación no tuvo lugar en un punto específico codón, como se discutió en relación con otra pregunta de SE Biology.

[Formilación de metionina - de Berg et al., Figura 29.21]


¿Por qué AUG es el codón de inicio?

Este artículo se comenta en el artículo Idea to Watch de Paweł Mackiewicz, https://doi.org/10.1002/bies.202000061.

Abstracto

El diseño racional de los anillos de ARN mínimo teórico predetermina AUG como el codón de inicio universal. Este diseño maximiza la diversidad de aminoácidos codificados en una longitud de secuencia mínima, definiendo in silico anillos de ARN mínimos teóricos, genes ancestrales candidatos. Los anillos de ARN codifican 21 aminoácidos y un codón de parada después de tres rondas de traducción consecutivas, y forman una horquilla de tallo-bucle que retrasa la degradación. Veinticinco anillos de ARN coinciden con estas limitaciones, diez comienzan con el codón de iniciación universal AUG. No existe sesgo del primer codón entre los anillos de ARN restantes. El diseño del anillo de ARN predetermina AUG como codón de iniciación. Esta es la única explicación hasta ahora para AUG como codón de inicio. El diseño del anillo de ARN determina las propiedades adicionales del gen del anillo de ARN y del ARNt descritas anteriormente, porque presumiblemente imita las limitaciones de los ARN primordiales de la vida.


Se requiere un codón de iniciación AUG, no la complementariedad codón-anticodón, para la traducción de ARNm sin plomo en Escherichia coli

Departamento de Microbiología, Universidad de Miami, Oxford, OH 45056, EE. UU.

Departamento de Microbiología, Universidad de Miami, Oxford, OH 45056, EE. UU.

Departamento de Microbiología, Universidad de Miami, Oxford, OH 45056, EE. UU.

Departamento de Microbiología, Universidad de Miami, Oxford, OH 45056, EE. UU.

Abstracto

Determinamos el en vivo eficiencia traslacional de "sin liderazgo"lacZ en comparación con un líder convencional lacZ con y sin una secuencia Shine-Dalgarno (SD) en Escherichia coli y descubrió que cambiar la secuencia SD de líderes lacZ del consenso 5'-AGGA-3 'a 5'-UUUU-3' da como resultado una reducción de 15 veces en la eficiencia de traducción, sin embargo, la eliminación del líder da como resultado solo una reducción del doble. Un aumento en la traducción coincidente con la eliminación del líder que carece de una secuencia SD sugiere la existencia de señales de traducción más fuertes o novedosas dentro de la secuencia codificante en ausencia del líder. Por lo tanto, examinamos un cambio en las señales de traducción proporcionadas por la alteración del codón de iniciación AUG a otros codones de iniciación naturales (GUG, UUG, CUG) en presencia y ausencia de un líder y encontramos que los ARNm que carecen de secuencias líder son dependientes de un El codón de iniciación AUG, mientras que los ARNm conducidos no lo son. Esto sugiere que los ARNm que carecen de secuencias líder son más dependientes de la complementariedad perfecta entre el codón y el anticodón o requieren un codón de iniciación AUG de una manera específica de secuencia para formar complejos de iniciación productivos. Un ARNt iniciador mutante con mutaciones anticodón compensadoras restauró la expresión de ARNm liderados, pero no sin liderar, con codones de inicio UAG, lo que indica que la complementariedad codón-anticodón era insuficiente para la traducción de ARNm que carecen de secuencias líder. Estos datos sugieren que un codón de iniciación AUG afín sirve específicamente como una señal de traducción diferente y más fuerte en ausencia de un líder no traducido.


Áreas Terapéuticas II: Cáncer, Enfermedades Infecciosas, Inflamación e Inmunología y Dermatología

7.27.5.1.10 Péptido deformilasa (PDF) como diana terapéutica

La traducción procariótica comienza con N-formilmetionina y las proteínas resultantes experimentan una modificación N-terminal para volverse funcionalmente maduras. Esto implica la eliminación gradual del grupo N-formilo catalizado por PDF, y luego el residuo de metionina mediante la acción de la metionina aminopeptidasa. 427 Los estudios han demostrado que las proteínas que no se someten a esta modificación están inactivas y, en los últimos años, ha habido un aumento en los esfuerzos científicos para desarrollar nuevos agentes antibacterianos dirigidos a la PDF. 428-430 Una PDF codificada nuclearmente con una secuencia señal, que indica su localización en apicoplasto, fue identificada recientemente a partir de P. falciparum, 431 y su estructura cristalina está disponible con una resolución de 2,2 Å. 432,433 Su sensibilidad hacia una serie de inhibidores de PDF estándar ha destacado su importancia como objetivo farmacológico. 431,434

Aunque originalmente se creía que la PDF de las mitocondrias humanas no era funcional, estudios recientes han demostrado que esta enzima es activa y sensible a varios inhibidores de la PDF basados ​​en actinonina. Estos compuestos exhibieron actividades antiproliferativas en las células tumorales al afectar el potencial de la membrana mitocondrial. 435 Otro factor que puede representar un obstáculo en el diseño de fármacos basados ​​en PfPDF es la posibilidad de desarrollo de resistencias, como se ha demostrado recientemente en estudios que utilizan Escherichia coli. 436


Propiedades de los codones genéticos

El código genético posee las siguientes características destacadas:

Universalidad

Un código genético es universal, es decir, todos los organismos vivos tendrán el mismo número de codones genéticos (64) que codifican aminoácidos específicos (20). Debido a la similitud del código genético entre todos los organismos, la historia evolutiva de todos los organismos (desde los procariotas hasta los eucariotas) será la misma.

Inequívoco

Los codones genéticos no son ambiguos o los codones del sistema de codificación de genes codifican un aminoácido a la vez.

Redundante

Un código genético es redundante ya que los 20 aminoácidos están codificados por la combinación de 64 codones, lo que significa que uno o más codones pueden codificar un solo tipo de aminoácido. Por lo tanto, las diferentes combinaciones del codón pueden codificar un solo aminoácido. Por ejemplo, tirosina es un aminoácido codificado por ambos UAU y UAC codones. Pero los diferentes aminoácidos no pueden ser codificados por un solo codón a la vez. También se le llama degeneración del código genético.

No superpuesto

Los codones genéticos no se superponen. En un sistema de codificación genética, un solo codón puede codificar un solo aminoácido a la vez, lo que significa que un codón no puede codificar dos o tres aminoácidos simultáneamente.

Trillizo

Un solo codón es una combinación de tres nucleótidos, debido a que un código genético es un codón triplete. Los codones de triplete se forman mediante diversas combinaciones de las cuatro bases de nucleótidos.

Continuo y sin comas

El marco de lectura del código genético es continuo, es decir, no hay comas ni símbolos entre ellos. En palabras simples, un código genético tiene sin puntuaciones entre.

Marco de lectura

El marco de lectura del código genético posee codones de un 5 & ​​# 8242 a 3 & # 8242 final. Un código genético siempre comienza con el codón de iniciación y termina con el codón de terminación. Los 64 codones codifican 20 aminoácidos. El marco de lectura del codón siempre comienza con AUG, y las siguientes tres letras serán el segundo codón y así sucesivamente. En eucariotas, la lectura de codones de ARNm es interrumpida por intrones, que se puede eliminar durante el empalme del ARNm.

Mutación

Cualquier cambio como deleción, adición e inserción, etc.en el marco de lectura de los codones del ARNm causa mutaciones genéticas. Las aberraciones puntuales y cromosómicas ocurren con mayor frecuencia como resultado de cualquier alteración en los codones genéticos. Las secuencias de nucleótidos o codones mutados pueden afectar las características fenotípicas de la persona.

Sesgo de uso de codones

Es el frecuencia de aparición de codones en el ADN o ARN, que varía de una especie a otra. En palabras simples, algunas de las bases de nucleótidos pueden ocurrir con mayor frecuencia en la cadena de ADN, mientras que pocas ocurren raramente. Por lo tanto, la composición de la base de nucleótidos puede diferir de un organismo a otro.

Conclusión

Podemos concluir que el código genético es la combinación triple de los cuatro nucleótidos que dan 64 codones posibles, en los que cada uno codifica un aminoácido específico. En otras palabras, podemos decir que el código genético es un plano de la información genética, que contiene todas las combinaciones de bases de nucleótidos.


La organización de los ARNm y el inicio de la traducción

Aunque los mecanismos de síntesis de proteínas en células procariotas y eucariotas son similares, también existen diferencias, particularmente en las señales que determinan las posiciones en las que se inicia la síntesis de una cadena polipeptídica en un molde de ARNm (Figura 7.6). La traducción no comienza simplemente en el extremo 5 & # x000b4 del ARNm, sino que comienza en sitios de iniciación específicos. Por lo tanto, las porciones terminales 5 & # x000b4 de los ARNm procarióticos y eucarióticos son secuencias no codificantes, denominadas 5& # x000b4 regiones sin traducir. Los ARNm eucariotas usualmente codifican solo una única cadena polipeptídica, pero muchos ARNm procariotas codifican múltiples polipéptidos que se sintetizan independientemente de distintos sitios de iniciación. Por ejemplo, el mi. coli lac El operón consta de tres genes que se traducen a partir del mismo ARNm (ver Figura 6.8). Los ARN mensajeros que codifican múltiples polipéptidos se denominan policistrónicos, mientras que los ARNm monocistrónicos codifican una sola cadena polipeptídica. Finalmente, tanto los ARNm procariotas como eucariotas terminan en no codificantes 3& # x000b4 regiones sin traducir.

Figura 7.6

ARNm procariotas y eucariotas. Tanto los ARNm procarióticos como los eucarióticos contienen regiones no traducidas (UTR) en sus extremos 5 & # x000b4 y 3 & # x000b4. Los ARNm eucariotas también contienen 5 & # x000b4 tapas de 7-metilguanosina (m 7 G) y 3 & # x000b4 colas de poli-A. Procariota (más.)

Tanto en células procariotas como eucariotas, la traducción siempre se inicia con el aminoácido metionina, generalmente codificado por AUG. Los codones de iniciación alternativos, como GUG, se usan ocasionalmente en bacterias, pero cuando se encuentran al comienzo de una cadena polipeptídica, estos codones dirigen la incorporación de metionina en lugar del aminoácido que normalmente codifican (GUG normalmente codifica valina). En la mayoría de las bacterias, la síntesis de proteínas se inicia con un residuo de metionina modificado (norte-formilmetionina), mientras que las metioninas no modificadas inician la síntesis de proteínas en eucariotas (excepto en mitocondrias y cloroplastos, cuyos ribosomas se parecen a los de las bacterias).

Las señales que identifican los codones de iniciación son diferentes en las células procariotas y eucariotas, de acuerdo con las distintas funciones de los ARNm policistrónicos y monocistrónicos (Figura 7.7). Los codones de iniciación en los ARNm bacterianos están precedidos por una secuencia específica (denominada secuencia Shine-Delgarno, en honor a sus descubridores) que alinea el ARNm en el ribosoma para la traducción por apareamiento de bases con una secuencia complementaria cerca del extremo 3 & # x000b4 del ARNr 16S. Esta interacción de emparejamiento de bases permite que los ribosomas bacterianos inicien la traducción no solo en el extremo 5 & # x000b4 de un ARNm, sino también en los sitios de iniciación internos de los mensajes policistrónicos. Por el contrario, los ribosomas reconocen la mayoría de los ARNm eucariotas al unirse al casquete de 7-metilguanosina en su terminal 5 & # x000b4 (ver Figura 6.39). Los ribosomas luego escanean aguas abajo del casquete 5 & # x000b4 hasta que encuentran un codón de iniciación AUG. Las secuencias que rodean a los AUG afectan la eficiencia de la iniciación, por lo que en muchos casos se omite el primer AUG en el ARNm y la traducción se inicia en un AUG más abajo. Sin embargo, los ARNm eucariotas no tienen una secuencia equivalente a la secuencia de Shine-Delgarno de los ARNm procariotas. En cambio, la traducción de ARNm eucariotas se inicia en un sitio determinado mediante escaneo desde el extremo 5 & # x000b4, de acuerdo con sus funciones como mensajes monocistrónicos que codifican solo polipéptidos individuales.

Figura 7.7

Señales para el inicio de la traducción. Los sitios de iniciación en los ARNm procarióticos se caracterizan por una secuencia de Shine-Delgarno que precede al codón de iniciación AUG. Emparejamiento de bases entre la secuencia Shine-Delgarno y una secuencia complementaria cerca del 3 & # x000b4 (más.)


Modificaciones de proteínas

Durante y después de la traducción, los aminoácidos individuales se pueden modificar químicamente, se pueden añadir secuencias señal y la nueva proteína se & # 8220 pliega & # 8221 en una estructura tridimensional distinta como resultado de interacciones intramoleculares. A secuencia de señales es una cola corta de aminoácidos que dirige una proteína a un compartimento celular específico. Estas secuencias en el extremo amino o el extremo carboxilo de la proteína se pueden considerar como la proteína & # 8217s & # 8220 billete de tren & # 8221 a su destino final. Otros factores celulares reconocen cada secuencia de señal y ayudan a transportar la proteína desde el citoplasma a su compartimento correcto. Por ejemplo, una secuencia específica en el extremo amino dirigirá una proteína a las mitocondrias o cloroplastos (en plantas). Una vez que la proteína llega a su destino celular, la secuencia de señal generalmente se corta.

Muchas proteínas se pliegan espontáneamente, pero algunas proteínas requieren moléculas auxiliares, llamadas chaperonas, para evitar que se agreguen durante el complicado proceso de pliegue. Incluso si una proteína está correctamente especificada por su ARNm correspondiente, podría adoptar una forma completamente disfuncional si las condiciones anormales de temperatura o pH impiden que se pliegue correctamente.

Modificaciones químicas, actividad proteica y longevidad

Las proteínas se pueden modificar químicamente con la adición de grupos que incluyen grupos metilo, fosfato, acetilo y ubiquitina. La adición o eliminación de estos grupos de las proteínas regula su actividad o el tiempo que existen en la célula. A veces, estas modificaciones pueden regular dónde se encuentra una proteína en la célula, por ejemplo, en el núcleo, el citoplasma o adherida a la membrana plasmática.

Las modificaciones químicas ocurren en respuesta a estímulos externos como el estrés, la falta de nutrientes, el calor o la exposición a la luz ultravioleta. Estos cambios pueden alterar la accesibilidad epigenética, la transcripción, la estabilidad del ARNm o la traducción, todo lo cual resulta en cambios en la expresión de varios genes. Esta es una forma eficaz para que la célula cambie rápidamente los niveles de proteínas específicas en respuesta al medio ambiente. Debido a que las proteínas están involucradas en cada etapa de la regulación genética, la fosforilación de una proteína (dependiendo de la proteína que se modifica) puede alterar la accesibilidad al cromosoma, puede alterar la traducción (al alterar la unión o función del factor de transcripción), puede cambiar el transporte nuclear ( al influir en las modificaciones del complejo de poro nuclear), puede alterar la estabilidad del ARN (al unirse o no al ARN para regular su estabilidad), puede modificar la traducción (aumentar o disminuir) o puede cambiar las modificaciones postraduccionales (agregar o eliminar fosfatos u otras modificaciones químicas).

La adición de un grupo ubiquitina a una proteína marca esa proteína para su degradación. La ubiquitina actúa como una bandera que indica que la vida útil de la proteína está completa. Estas proteínas se mueven al proteasoma, un orgánulo que funciona para eliminar proteínas, para ser degradado (Figura 7). Por tanto, una forma de controlar la expresión génica es alterar la longevidad de la proteína.

Figura 7. Las proteínas con etiquetas de ubiquitina están marcadas para degradación dentro del proteasoma.


Al igual que la transcripción, la traducción está controlada por proteínas que se unen e inician el proceso. En la traducción, antes de que pueda comenzar la síntesis de proteínas, debe completarse el ensamblaje de los ribosomas. Este es un proceso de varios pasos.

En el ensamblaje de ribosomas, las subunidades ribosómicas grandes y pequeñas y un ARNt iniciador (ARNtI) que contienen el primer aminoácido de la cadena polipeptídica final, todos se juntan en el codón de inicio de la traducción en un ARNm para permitir que comience la traducción. Primero, la pequeña subunidad ribosómica se une al ARNtI que transporta metionina en eucariotas y arqueas y transporta N-formil-metionina en bacterias. (Porque el tRNAI lleva un aminoácido, se dice que está cargado.) A continuación, la subunidad ribosómica pequeña con el ARNt cargadoI exploraciones aún enlazadas a lo largo de la cadena de ARNm hasta que alcanza el codón de inicio AUG, que indica dónde comenzará la traducción. El codón de inicio también establece el marco de lectura para la cadena de ARNm, que es crucial para sintetizar la secuencia correcta de aminoácidos. Un cambio en el marco de lectura da como resultado una mala traducción del ARNm. El anticodón del ARNtI luego se une al codón de inicio a través del emparejamiento de bases. El complejo que consta de ARNm, ARNt cargadoI, y la subunidad ribosómica pequeña se une a la subunidad ribosómica grande, que completa el ensamblaje del ribosoma. Estos componentes se unen con la ayuda de proteínas llamadas factores de iniciación que se unen a la pequeña subunidad ribosómica durante la iniciación y se encuentran en los tres dominios de la vida. Además, la célula gasta energía GTP para ayudar a formar el complejo de iniciación. Una vez que se completa el ensamblaje del ribosoma, el ARNt cargadoI se coloca en el sitio P del ribosoma y el sitio A vacío está listo para el siguiente aminoacil-tRNA. La síntesis de polipéptidos comienza y siempre avanza desde el N-terminal al C-terminal, llamado dirección N-a-C.

En eucariotas, varias proteínas del factor de iniciación eucariotas (eIF) ayudan en el ensamblaje de los ribosomas. El factor de iniciación eucariota-2 (eIF-2) es activo cuando se une al trifosfato de guanosina (GTP). Con GTP unido a él, la proteína eIF-2 se une a la pequeña subunidad ribosómica 40S. A continuación, el tRNA inicial cargado con metionina (Met-tRNAI) se asocia con el complejo de ribosoma GTP-eIF-2 / 40S, y una vez que todos estos componentes se unen entre sí, se denominan colectivamente complejo 43S.

Los factores de iniciación eucariotas eIF1, eIF3, eIF4 y eIF5 ayudan a traducir el complejo 43S a la tapa 5 & prime-m 7 G de un ARNm. Una vez unido al mRNA & rsquos 5 & prime m 7 G cap, el complejo 43S comienza a viajar por el mRNA hasta que alcanza el codón de iniciación AUG al comienzo del marco de lectura del mRNA & rsquos. Las secuencias alrededor del AUG pueden ayudar a garantizar que se utilice el AUG correcto como codón de iniciación en el ARNm.

Una vez que el complejo 43S está en el AUG de iniciación, el tRNAi-Met se coloca sobre el AUG. El anticodón del ARNtI-Combina pares de bases con el codón AUG. En este punto, el GTP unido a eIF2 en el complejo 43S se hidroliza a GDP + fosfato y se libera energía. Esta energía se utiliza para liberar el eIF2 (con GDP unido a él) del complejo 43S, dejando la subunidad ribosómica 40S y el tRNA.I-Se encuentra en el sitio de inicio de la traducción del ARNm.

A continuación, eIF5 con GTP unido se une a la subunidad ribosómica 40S complejada con el ARNm y el ARNt.I-Reunió. El eIF5-GTP permite que la subunidad ribosómica grande 60S se una. Una vez que llega la subunidad ribosómica 60S, eIF5 hidroliza su GTP unido a GDP + fosfato y se libera energía. Esta energía impulsa el ensamblaje de las dos subunidades ribosómicas en el ribosoma 80S intacto, con tRNAi-Met en su sitio P mientras que también se empareja con el codón de iniciación AUG en el mRNA. La traducción está lista para comenzar.

La unión de eIF-2 a la subunidad ribosómica 40S está controlada por fosforilación. Si eIF-2 está fosforilado, sufre un cambio conformacional y no puede unirse a GTP. Por lo tanto, el complejo 43S no se puede formar correctamente y se impide la traducción. Cuando eIF-2 permanece sin fosforilar, se une a la subunidad ribosómica 40S y traduce activamente la proteína.

Figura: Complejo de iniciación a la traducción: La expresión génica se puede controlar mediante factores que se unen al complejo de iniciación de la traducción.

La capacidad de ensamblar completamente el ribosoma afecta directamente la velocidad a la que se produce la traducción. Pero la síntesis de proteínas también está regulada en varios otros niveles, incluida la síntesis de ARNm, la síntesis de ARNt, la síntesis de ARNr y la síntesis del factor de iniciación eucariota. La alteración en cualquiera de estos componentes afecta la velocidad a la que puede ocurrir la traducción.


Traducción reducida pero precisa de un codón de iniciación AUA mutante en el ARNm de COX2 mitocondrial de Saccharomyces cerevisiae

Hemos cambiado el codón de inicio de la traducción del ARNm de COX2 de Saccharomyces cerevisiae de AUG a AUA, generando una mutación denominada cox2-10. Esta mutación redujo la traducción del ARNm de COX2 al menos cinco veces sin afectar el nivel de estado estacionario del ARNm, y produjo un fenotipo de crecimiento no respiratorio con fugas. Para abordar la cuestión de si la traducción residual del ARNm de cox2-10 se estaba iniciando en el codón de inicio alterado o en el siguiente codón AUG corriente abajo (en la posición 14), aprovechamos el hecho de que la proteína coxII madura se genera a partir de la electroforesis. precursor de coxII distinguible mediante la eliminación de los 15 residuos amino-terminales, y que este procesamiento puede ser bloqueado por una mutación en el gen nuclear PET2858. Construimos una cepa doble mutante pet2858, cox2-10 usando un alelo pet2858 de nuestra colección de mutantes. El doble mutante acumuló niveles bajos de un polipéptido que comigró con la proteína precursora coxII, no con la especie madura, proporcionando una fuerte evidencia de que la iniciación residual estaba ocurriendo en el codón AUA mutante. La traducción residual del ARNm mutante requirió el activador específico de ARNm de COX2 PET111. Además, el crecimiento de las cepas mutantes cox2-10 fue sensible a las alteraciones en la dosificación del gen PET111: el fenotipo de crecimiento deficiente respiratorio se suprimió parcialmente en las cepas haploides que contenían PET111 en un vector de alto número de copias, pero se volvió más severo en las cepas diploides que solo contenían una copia funcional de PET111.


Discusión

Interacción entre poli (A) pre-AUG y Pab1p

Nuestro hallazgo de que los genes de levadura con una pre-AUG A≥12 tienen una tasa de síntesis de proteínas predicha mucho más reducida (Figura 6) y una densidad ribosómica (Figura 7) es consistente con la hipótesis de que, mientras que un AUG Anorte puede mejorar la traducción al unirse a los factores de iniciación de la traducción (Gallie y Tanguay 1994 Shirokikh y Spirin 2008), un largo pre-AUG Anorte, al unirse fuertemente a PABP, puede reprimir la traducción al interferir con el escaneo ribosómico (Sachs et al. 1987 Wu y Bolsa 1998 Bolsa 2001 Melo et al. 2003a, b Patel et al. 2005 Ma et al. 2006 Patel y Bag 2006). Esta hipótesis predeciría que la eliminación de PABP eliminaría su efecto inhibidor sobre el ARNm con una pre-AUG Anorte. Esto es exactamente lo que se ha observado en una in vitro experimento (Shirokikh y Spirin 2008) sin PABP, donde el efecto de mejora de la traducción es mayor para poli (A) más largo que para poli (A) más corto, es decir., el orden de clasificación de la eficiencia de inicio de la traducción es A25 & gt A12 & gt A5.

Nuestros resultados sugieren una alternativa a la hipótesis dominante sobre la función de PABP en el inicio de la traducción. Varios estudios han demostrado que el poli (A) exógeno puede inhibir el inicio de la traducción (Lodish y Nathan 1972 Jacobson y Favreau 1983 Grossi De Sa et al. 1988), y el efecto inhibidor puede eliminarse mediante la adición de PABP (Grossi De Sa et al. 1988 Gilbert et al. 2007). De manera similar, se sabe que las secuencias poli (A) no codificantes, como el ARN BC1 y BC200 expresado en neuronas, se unen a PABP (Muddashetty et al. 2002) e inhibir el inicio de la traducción cuando está altamente expresado (Wang et al. 2002, 2005 Kondrashov et al. 2005). La hipótesis dominante es que la PABP, además de su función en la estabilización y circularización del ARNm, también sirve como factor de iniciación de la traducción (Kahvejian et al. 2005 Khanam et al. 2006) que funciona vinculando a pre-AUG Anorte. Por lo tanto, ya sea poli (A) ARN exógeno o poli (A) ARN intrínsecamente producido como BC1 y BC200 ARN que secuestra PABP reduciría el inicio de la traducción (Khanam et al. 2006 Gilbert et al. 2007). De acuerdo con esta hipótesis, la adición de PABP eliminó el efecto inhibidor del poli (A) ARN exógeno (Grossi De Sa et al. 1988 Gilbert et al. 2007). La hipótesis también explica por qué poli (A) está sobrerrepresentado en 5′-UTR en genes de levadura, especialmente aquellos altamente expresados ​​porque tales pre-AUG Anorte obtendría una mejor iniciación de la traducción al interactuar con PABP. Sin embargo, esta hipótesis tiene tres dificultades. En primer lugar, no puede explicar por qué genes con un largo pre-AUG Anorte tienen una tasa de síntesis de proteínas reducida, así como una densidad ribosómica reducida que se muestra en este artículo. En segundo lugar, no puede explicar por qué, en ausencia total de PABP, antes de AUG Anorte aún puede mejorar la iniciación de la traducción tanto para el ARNm protegido como para el descubierto (Shirokikh y Spirin 2008). En tercer lugar, no puede explicar por qué la adición de factores de inicio de la traducción eIF-4B y eIF-4F (incluido eIF-4A) en combinación también eliminó el efecto inhibidor del poli (A) ARN exógeno sobre el inicio de la traducción (Gallie y Tanguay 1994). Nuestra nueva hipótesis es que antes de AGOSTO Anorte se une a factores de inicio de la traducción como eIF-4B y eIF-4F para facilitar el inicio de la traducción. Los ARN poli (A) exógenos o intrínsecos pueden inhibir el inicio de la traducción no solo porque compiten por PABP sino también porque secuestrarían los factores de inicio de la traducción eIF-4B y eIF-4F. La adición de PABP puede eliminar el efecto inhibidor del poli (A) ARN exógeno porque PABP se uniría al poli (A) y liberaría los factores de iniciación de la traducción secuestrados por estos poli (A) ARN. Esta nueva hipótesis, que se propuso implícitamente en un estudio anterior (Gallie y Tanguay 1994) que demuestra la unión del poli (A) ARN a eIF-4B y eIF-4F, elimina las tres dificultades que plagan la otra hipótesis.

Presencia de un pre-AUG Anorte parece ser una característica clave en un conjunto de sitios de entrada ribosomal internos (IRES) verificados empíricamente en un estudio reciente sobre la traducción de levadura (Gilbert et al. 2007). Todos esos tractos poli (A) son más cortos que 12 A consecutivos. Estos incluyen no solo los genes involucrados en el crecimiento invasivo de la levadura, sino también las transcripciones que se transcriben y traducen de forma rutinaria, como eIF-4G y Pab1 transcripciones. La actividad de IRES mediada por el pre-AUG Anorte parece requerir Pab1p (Gilbert et al. 2007). Un estudio reciente que utilizó ARNm sin cola de poli (A) (Kahvejian et al. 2005) sugiere que PABP puede servir como un factor de iniciación de la traducción independiente de su unión a la cola de poli (A). Es posible que las múltiples funciones de PABP dependan de la fuerza con la que se une a las anteriores a AUG Anorte, con un enlace fuerte que inhibe la traducción y un enlace débil que mejora la traducción. También es posible que la asociación entre la actividad IRES y la pre-AUG Anorte es una coincidencia. Un estudio reciente sobre los IRES de levadura y Drosophila melanogaster muestra que la actividad de IRES aumenta consistentemente con la disminución de la estabilidad de la estructura secundaria (Xia y Holcik 2009). Un poli (A) pre-AUG contribuiría a una estructura secundaria de ARN débil cuando el uso de nucleótidos U se reduce drásticamente (Figuras 1-3).

Si bien existe evidencia empírica de que la expresión de PABP de mamíferos puede ser autorregulada por la unión de PABP al pre-AUG Anorte de su propio ARNm (Wu y Bag 1998 Bag 2001 Ma et al. 2003a, b, 2006 Patel et al. 2005 Patel y Bag 2006 Bag y Bhattacharjee 2010), no hay evidencia de que la abundancia de Pab1p en la levadura esté autorregulada. La abundancia de Pab1p es alta, ocupando el puesto 39 entre los 3841 genes de levadura con abundancia de proteínas caracterizada (Ghaemmaghami et al. 2003). Su ARNm ocupó el puesto 114 en densidad ribosómica entre los 5164 genes de levadura con densidad ribosómica caracterizada por Ingolia. et al. (2009). Una abundancia de proteínas tan alta y una densidad de ribosomas tan alta es una fuerte evidencia de que la abundancia de proteínas en Pab1p no interfiere con la traducción de su ARNm. Si la autorregulación requiere un pre-AUG A12, luego Pab1 El ARNm escaparía de la autorregulación porque solo tiene un pre-AUG A11. El mamífero PAPB parece ser menos estricto en la contigüidad de poli (A), especialmente su motivo de reconocimiento de ARN (RRM) 3 + 4 (Khanam et al. 2006).

Relevancia para la traducción de genes tempranos y tardíos en el virus vaccinia

El hallazgo de que la duración del período pre-AUG Anorte está fuertemente asociado con la carga ribosómica y la síntesis de proteínas arroja luz sobre la importancia evolutiva de la diferencia en la duración de la AUG Anorte entre genes tempranos y tardíos en el virus vaccinia. Los primeros genes virales de la vacuna tienen una pre-AUG Anorte con 4-14 residuos A (Ahn et al. 1990 Ink y Pickup 1990), pero los tractos poli (A) en genes tardíos suelen tener alrededor de 35 residuos A (Bertholet et al. 1987 Schwer et al. 1987 Schwer y Stunnenberg 1988). The early viral genes are translated in the presence of abundant PABP, which would repress the translation of mRNAs with a long pre-AUG Anorte. This implies that the transcripts of the viral early genes should have only short poly(A) to avoid repression. In contrast, late viral genes are translated when the cellular protein production has been much reduced, es decir., when PABP is expected to be less abundant. So mRNAs from late viral genes can have long pre-AUG Anorte without suffering from translation repression mediated by PABP. It has been experimentally demonstrated that, in the absence of PABP, the translation enhancing effect of pre-AUG Anorte increases with its length (Shirokikh and Spirin 2008).

There is some controversy concerning whether the PABP level is reduced during the infection cycle of vaccinia virus. The degradation of host mRNA appears nearly complete 6 hr after the viral infection as no host poly(A) mRNA is detectable at/after this time (Katsafanas and Moss 2007). Furthermore, a large-scale characterization of mRNA of HeLa cells infected with vaccinia virus (Yang et al. 2010) showed that PABP mRNA was reduced to 50% by 4 hr. Although no mRNA characterization is done after this time, intuition would suggest continued reduction, and such a suggestion is consistent with the finding that no host mRNA is detectable after 6 hr after the viral infection (Katsafanas and Moss 2007).

The study by Katsafanas and Moss (2007) also showed that the viral mRNAs are located in the cavities of viral factories (VFs), where they are transcribed and translated. A number of translation initiation factors such as eIF4E and eIF4G are also localized in these cavities (Katsafanas and Moss 2007 Walsh et al. 2008). In contrast, PABP is localized on the periphery of a VF (Walsh et al. 2008), which suggests that PABP does not participate in translation of the viral genes. It is known that vaccinia virus produces poly(A) nontranslated small RNA sequences that selectively inhibit cap-dependent translation of host messages (Bablanian and Banerjee 1986 Bablanian et al. 1986, 1987, 1993 Lu and Bablanian 1996), presumably by binding to PABP and preventing it from interacting with other translation initiation factors. Both Rubella virus and Bunyamwera virus inhibit translation of host genes by producing a capsid protein that binds to PABP and prevents it from binding to other translation initiation factors (Ilkow et al. 2008 Blakqori et al. 2009).

Walsh et al. (2008) found a persistent level of PABP during the infection cycle of vaccinia virus, but did not provide any evidence that PABP is in fact produced during the viral infection cycle. However, a subsequent paper (Perez et al. 2011) from the same laboratory found that PABP is continuously synthesized in cytomegalovirus-infected cells. They suggested that this selective translation of PABP is through the mTOR+4E-BP pathway. However, this suggestion does not seem coherent. Preventing 4E-BP from binding to eIF-4E would lead to a general increase of cap-dependent translation, not selective translation of the PABP ARNm.

In summary, multiple lines of empirical evidence suggest that a pre-AUG Anorte shorter than 12 may enhance translation in the yeast. However, yeast genes with a pre-AUG A≥12 tend to be translated inefficiently with a low ribosomal density and output a reduced amount of protein, consistent with the interpretation that such long poly(A) tracts may bind to Pab1p, resulting in repression of translation.


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