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Neuronas emparejadas de soma-soma

Neuronas emparejadas de soma-soma


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Estoy leyendo este artículo sobre cómo se pueden conectar las neuronas. Wikipedia dice que, por lo general, las neuronas se conectan a través del axón (transmisor) y las dendritas (receptor), pero también hay casos especiales en los que las dendritas se conectan con las dendritas, los axones con otro axón, las neuronas sin axón, etc.

Ahora en el artículo se refieren a las neuronas emparejadas soma-soma y la fuerza de su sinapsis colinérgica. ¿Significa eso ahora que las neuronas interactúan directamente a través de su soma? Si es así, ¿qué diferencia hay entre ese proceso y la vía axón-> dendrita genérica?


Sí, la sinapsis soma-soma en ese artículo parece ser una sinapsis química entre dos cuerpos celulares. No hay axones ni dendritas en esa preparación, por lo que la sinapsis debe estar entre los somas. Están usando dos neuronas de caracol que están lejos una de la otra (en diferentes ganglios) en vivo, pero que se sabe que tienen sinapsis. Esta en vivo La sinapsis es de largo alcance y, por lo tanto, debe estar mediada por un axón. En el plato, pueden estimular la formación de la sinapsis incluso sin estimular el crecimiento de axones y dendritas.

Tenga en cuenta que esto es un artificial in vitro preparación y, en cierto sentido, están obligando a que ocurra una sinapsis de una manera inusual en una placa de cultivo celular. Hacen esto porque facilita el estudio de ciertos aspectos de los mecanismos de señalización para generar sinapsis. En su artículo, parecen estar utilizándolo como una preparación fácil para una prueba de principio para la interfaz entre una neurona biológica y un sustrato semiconductor no biológico.

El artículo que citó hace referencia a este artículo que describe la preparación del soma-soma con una bonita imagen para aclarar las cosas: http://www.jneurosci.org/content/19/21/9306


La serotonina regula el acoplamiento eléctrico mediante la modulación de la conductancia extrauncional: corriente H

La fuerza sináptica puede variar mucho de un animal a otro dentro de una especie o con el tiempo dentro de un individuo. El proceso de plasticidad sináptica inducido por agentes neuromoduladores puede ser impredecible cuando los circuitos subyacentes sujetos a modulación son inherentemente variables. La serotonina (5-hidroxitriptomina 5HT) y las vías de señalización serotoninérgica son importantes reguladores del comportamiento animal y son objetivos farmacológicos en una amplia gama de trastornos neurológicos. Hemos examinado el efecto de 5HT en las sinapsis eléctricas que poseen fuerzas de acoplamiento variables. Mientras que 5HT disminuyó el acoplamiento eléctrico en las sinapsis con conectividad eléctrica débil, las sinapsis con acoplamiento eléctrico fuerte se vieron menos afectadas por el tratamiento con 5HT, como se muestra a continuación de las ecuaciones utilizadas para calcular los coeficientes de acoplamiento. El hecho de que el efecto modulador de la 5HT en las conexiones eléctricas se correlacione negativamente con la fuerza del acoplamiento eléctrico sugiere que el grado de acoplamiento eléctrico dentro de una red neuronal afecta la neuromodulación posterior de esas sinapsis. Los estudios biofísicos indicaron que estos efectos se debieron principalmente a la modulación inducida por 5HT de las corrientes de membrana que afectan indirectamente el acoplamiento de unión en los contactos sinápticos. En apoyo de estos análisis experimentales, creamos un modelo simple de neuronas acopladas para demostrar que la modulación del acoplamiento eléctrico podría deberse únicamente a los efectos de 5HT sobre la conductancia del canal H. Por tanto, la variabilidad en la fuerza del acoplamiento eléctrico en los circuitos neuronales puede determinar el efecto farmacológico de este agente neuromodulador.


Neuronas emparejadas soma-soma - Biología

Informamos aquí que, a diferencia de lo que se sugirió para muchas neuronas de vertebrados, la transmisión sináptica en Lymnaea stagnalis ocurre independientemente de una interacción física entre los canales de calcio presinápticos y un complemento funcional de las proteínas SNARE. En cambio, la transmisión sináptica en Lymnaearequiere la expresión de una variante de empalme C-terminal de laLymnaea homólogo de los canales de calcio de tipo N y P / Q de mamíferos. Mostramos que la región empalmada alternativamente interactúa físicamente con las proteínas de andamiaje Mint1 y CASK, y que la transmisión sináptica se anula después de la eliminación de la interferencia de ARN de CASK o después de la inyección de secuencias de péptidos diseñadas para interrumpir las interacciones del canal de calcio-Mint1. Nuestros datos sugieren que Mint1 y CASK pueden servir para localizar los canales que no son de tipo L en la zona activa y que la transmisión sináptica en las neuronas de invertebrados utiliza un mecanismo para optimizar la entrada de calcio, que ocurre independientemente de una asociación física entre los canales de calcio y las proteínas SNARE. .

Publicado, JBC Papers in Press, 27 de noviembre de 2002, DOI 10.1074 / jbc.M211076200

Este trabajo fue financiado en parte por subvenciones operativas de los Institutos Canadienses de Investigación en Salud (a N. I. S. y G. W. Z.) Los costos de publicación de este artículo fueron sufragados en parte por el pago de cargos por página. Por lo tanto, el artículo debe estar marcado como “anuncio publicitario”De acuerdo con 18 U.S.C. Sección 1734 únicamente para indicar este hecho.

Beneficiario de una beca posdoctoral del Programa Human Frontiers in Science.

Con el apoyo de la Fundación Heritage de Alberta para becas de investigación médica.

Recipiente de una beca posdoctoral de los Institutos Canadienses de Investigación en Salud.

Recibió un premio científico de la Alberta Heritage Foundation for Medical Research y es investigadora de los Institutos Canadienses de Investigación en Salud.


El sistema nervioso sensorial-somático

El sistema sensorial-somático consta de 12 pares de nervios craneales y 31 pares de nervios espinales.

Los nervios craneales

Nervios Escribe Función
I
Olfativo
sensorial olfato (olor)
II
Óptico
sensorial visión
(Contienen el 38% de todos los axones que se conectan al cerebro).
III
Oculomotor
motor * músculos del párpado y del globo ocular
IV
Troclear
motor * músculos del globo ocular
V
Trigémino
mezclado Sensorial: sensación facial y bucal
Motor: masticar
VI
Abducens
motor * movimiento del globo ocular
VII
Facial
mezclado Sensorial: gusto
Motor: músculos faciales y
glándulas salivales
VIII
Auditivo
sensorial audición y equilibrio
IX
Glosofaríngeo
mezclado Sensorial: gusto
Motor: tragar
X
Vago
mezclado nervio principal del
sistema nervioso parasimpático (SNP)
XI
Accesorio
motor tragar la cabeza y el hombro en movimiento
XII
Hipogloso
motor * músculos de la lengua
Figura 15.8.4.2 Sistema nervioso autónomo

El sistema nervioso autónomo consta de neuronas sensoriales y neuronas motoras que corren entre el sistema nervioso central (especialmente el hipotálamo y Medula oblonga) y varios órganos internos como el corazón, los pulmones, las vísceras y las glándulas (tanto exocrinas como endocrinas). Es responsable de monitorear las condiciones en el entorno interno y provocar los cambios apropiados en ellas. La contracción tanto del músculo liso como del músculo cardíaco está controlada por neuronas motoras del sistema autónomo. Las acciones del sistema nervioso autónomo son en gran parte involuntario (a diferencia de los del sistema sensorial-somático). También se diferencia del sistema sensorial-somático en que utiliza dos grupos de neuronas motoras para estimular los efectores en lugar de uno. Primero el neuronas preganglionares surgen en el SNC y corren a un ganglio en el cuerpo. Aquí hacen sinapsis con neuronas posganglionares, que van al órgano efector (músculo cardíaco, músculo liso o una glándula).

El sistema nervioso autónomo tiene dos subdivisiones:

  • sistema nervioso simpático
  • sistema nervioso parasimpático.

El sistema nervioso simpático

Figura 15.8.4.3 Sistema nervioso simpático

los preganglionares Las neuronas motoras del sistema simpático (mostradas en negro) surgen en la médula espinal. Pasan a los ganglios simpáticos que se organizan en dos cadenas que corren paralelas a la médula espinal y a ambos lados de la misma. La neurona preganglionar puede hacer una de tres cosas en el ganglio simpático:

  • sinapsis con posganglionar neuronas (mostradas en blanco) que luego vuelven a entrar en el nervio espinal y finalmente pasan a las glándulas sudoríparas y las paredes de los vasos sanguíneos cerca de la superficie del cuerpo.
  • Pasar hacia arriba o hacia abajo de la cadena simpática y finalmente hacer sinapsis con neuronas posganglionares en un ganglio superior o inferior.
  • dejar el ganglio a través de un cordón que conduce a ganglios especiales (por ejemplo, el plexo solar) en las vísceras. Aquí puede hacer sinapsis con neuronas simpáticas posganglionares que se dirigen a las paredes musculares lisas de las vísceras. Sin embargo, algunas de estas neuronas preganglionares pasan directamente a través de este segundo ganglio y entran en el médula suprarrenal. Aquí hacen sinapsis con las células posganglionares altamente modificadas que forman la porción secretora de la médula suprarrenal.

El neurotransmisor de las neuronas simpáticas preganglionares es acetilcolina (ACh). Estimula los potenciales de acción en las neuronas posganglionares. El neurotransmisor liberado por las neuronas posganglionares es noradrenalina (también llamado noradrenalina). La acción de la noradrenalina sobre una glándula o músculo en particular es excitadora en algunos casos e inhibidora en otros. En las terminales excitadoras, se puede liberar ATP junto con noradrenalina.

los liberación de noradrenalina

  • estimula los latidos del corazón
  • eleva la presión arterial
  • dilata las pupilas
  • dilata la tráquea y los bronquios
  • Estimula la glucogenólisis y elimina la conversión de glucógeno hepático en glucosa.
  • desvía la sangre de la piel y las vísceras hacia los músculos esqueléticos, el cerebro y el corazón
  • inhibe la peristalsis en el tracto gastrointestinal (GI)
  • inhibe la contracción de la vejiga y el recto
  • y, al menos en ratas y ratones, aumenta el número de receptores AMPA en el hipocampo y, por lo tanto, aumenta la potenciación a largo plazo (LTP).

En resumen, la estimulación de la rama simpática del sistema nervioso autónomo prepara al cuerpo para emergencias: para & quotPelea o vuela& quot (y, quizás, mejora la memoria del evento que desencadenó la respuesta).

La activación del sistema simpático es bastante general porque

  • una sola neurona preganglionar generalmente hace sinapsis con muchas neuronas posganglionares
  • el lanzamiento de adrenalina de la médula suprarrenal a la sangre asegura que todas las células del cuerpo estarán expuestas a la estimulación simpática incluso si ninguna neurona posganglionar las alcanza directamente.

El sistema nervioso parasimpático

Figura 15.8.4.4 Estimulación de Loewi

El fisiólogo Otto Loewi, ganador del Premio Nobel, descubrió (en 1920) que el efecto de la estimulación tanto simpática como parasimpática está mediado por sustancias químicas liberadas. Extrajo el corazón vivo de una rana con su suministro de nervios simpático y parasimpático intacto. Como era de esperar, la estimulación del primero aceleró el corazón, mientras que la estimulación del segundo lo ralentizó.

Loewi descubrió que estas dos respuestas ocurrirían en un segundo corazón de rana al que se le suministró una solución salina extraída del corazón estimulado. La estimulación eléctrica del nervio vago que conduce al primer corazón no solo ralentizó su latido sino que, poco tiempo después, también ralentizó el del segundo corazón. Más tarde se demostró que la sustancia responsable era la acetilcolina. Durante la estimulación simpática, se libera adrenalina (en la rana).

Estimulación parasimpática causas

  • ralentización de los latidos del corazón (como demostró Loewi)
  • disminución de la presión arterial
  • constricción de las pupilas
  • aumento del flujo sanguíneo a la piel y las vísceras
  • peristalsis del tracto gastrointestinal

En resumen, el sistema parasimpático devuelve las funciones corporales a la normalidad después de haber sido alteradas por la estimulación simpática. En momentos de peligro, el sistema simpático prepara al cuerpo para la actividad violenta. El sistema parasimpático revierte estos cambios cuando pasa el peligro. Los nervios vagos también ayudan a mantener la inflamación bajo control. La inflamación estimula las neuronas sensoriales cercanas del vago. Cuando estos impulsos nerviosos llegan al bulbo raquídeo, se transmiten a lo largo de las fibras motoras hasta el área inflamada. La liberación de acetilcolina suprime la liberación de citocinas inflamatorias, por ejemplo, factor de necrosis tumoral (TNF), de los macrófagos en el tejido inflamado.

Aunque se considera que el sistema nervioso autónomo es involuntario, esto no es del todo cierto. Se puede ejercer una cierta cantidad de control consciente sobre él, como lo han demostrado durante mucho tiempo los practicantes del yoga y el budismo zen. Durante sus períodos de meditación, estas personas pueden alterar claramente una serie de funciones autónomas, incluida la frecuencia cardíaca y la tasa de consumo de oxígeno. Estos cambios no son simplemente un reflejo de la disminución de la actividad física porque exceden la cantidad de cambios que ocurren durante el sueño o la hipnosis.


Materiales y métodos

Animales y cultivo celular

Todos los procedimientos con animales siguieron los estándares establecidos por las Pautas de Uso de Animales del Instituto Nacional de Salud en Canadá y los EE. UU. Y han sido aprobados por la Política Institucional de Uso y Cuidado de Animales de la Universidad de Calgary y la Universidad de Saint Louis.

Cultivo de células neuronales corticales de rata

El cultivo de neuronas corticales se realizó utilizando crías de rata Sprague-Dawley el día en que nacieron (día 0 postnatal, P0). Se eliminaron las cortezas frontales de la rata y se disociaron enzimáticamente con papaína (50 mu g / ml). Para crear una suspensión unicelular, se utilizaron pipetas de vidrio de tamaño decreciente para triturar. Después, las neuronas corticales disociadas se diluyeron en medio de cultivo y se sembraron a una densidad apropiada sobre placas de cultivo con cubreobjetos de vidrio recubiertos con poli-D-lisina (30 & # x003BCg / ml) y laminina (2 & # x003BCg / ml). Después de que las células sedimentaran durante 30 minutos, se añadieron 2 ml de medio de cultivo a cada placa de cultivo. El medio de cultivo incluía medio neurobasal, B27 al 2%, L-glutamina (200 mM), FBS al 4% y penicilina-estreptomicina (Invitrogen). Las neuronas corticales se mantuvieron en medio de cultivo y se mantuvieron a 37 ° C en una cámara incubadora modular hermética (Billups-Rothenberg) en la que se hizo circular aire medicinal y dióxido de carbono al 5%. Se eliminó el cincuenta por ciento del medio de cultivo y se reemplazó cada tres días. Las células de control para cada experimento se incubaron en el mismo ambiente (37 & # x000B0C, 5% CO2) como células de tratamiento.

Lymnaea Disección de ganglios y cultivo celular

L. stagnalis se mantuvieron a temperatura ambiente en un acuario bien aireado lleno de agua de estanque filtrada a 20 ° C en un régimen de luz / oscuridad de 12 horas y se alimentaron con lechuga romana. Para experimentos de cultivo celular, & # x0007E2 & # x020133 meses de edad L. stagnalis se utilizaron mientras que se utilizaron animales de 6 meses de edad para preparar un medio condicionado por el cerebro (CM, que contiene factores tróficos). Detalles de Lymnaea Los procedimientos de cultivo celular y las preparaciones de CM se describen en publicaciones anteriores (Syed et al., 1990 Ridgway et al., 1991 Xu et al., 2009). En resumen, los caracoles descascarados se anestesiaron durante 10 minutos en solución Listerine (etanol, 21,9% y metanol, 0,042%) diluida al 10% en solución salina normal (NaCl 51,3 mM, KCl 1,7 mM, CaCl2 4,0 mM, MgCl2 1,5 mM y HEPES 10 mM), ajustado a pH 7,9. Para hacer CM que contiene factor trófico, los ganglios del anillo central (Figura 5A) se incubaron en un medio definido (pedido especial de DM L-15 Invitrogen) que contenía NaCl 40 mM, KCl 1,7 mM, CaCl2 4,1 mM, MgCl2 1,5 mM y HEPES 10,0 mM (12 ganglios / 6,5 ml de DM) durante al menos 3 días antes de retirar los ganglios y recolectar CM. A la cultura L. stagnalis neuronas, los ganglios del anillo central se trataron primero durante 21 minutos con la enzima proteolítica tripsina (2 mg / ml) disuelta en DM. Los ganglios del anillo central se incubaron luego durante 15 minutos en una solución de DM que contenía inhibidor de tripsina (2 mg / ml) y posteriormente se fijaron en una placa de disección que contenía DM de alta osmolaridad (D-glucosa, 20 mM). Se utilizó un microscopio de disección para visualizar L. stagnalis cerebros, y se utilizaron unas pinzas finas para eliminar una capa delgada de la vaina que rodea los ganglios. Con una succión suave a través de una pipeta pulida al fuego tratada con Sigmacote unida a una microjeringa llena de DM de alta osmolaridad, se extrajeron las células individuales de los ganglios. Una vez aisladas, las células presinápticas y postsinápticas bien definidas se yuxtapusieron en una configuración soma-soma y se colocaron en placas de polietileno.LPlacas de cultivo recubiertas de lisina que contienen medio como se describió anteriormente (Meems et al., 2003). En resumen, los somas de células aisladas se separaron manualmente de sus axones. vía un electrodo intracelular convencional unido a un micromanipulador. A continuación, se yuxtapusieron dos somas aislados y se cultivaron durante la noche en ausencia o presencia de taurina o CM, según el experimento. Las células utilizadas en este estudio son las neuronas visceral dorsal 4 (VD4, presináptica) y la dorsal pedal izquierda 1 (LPeD1, postsináptica) (Figura 5B). Las neuronas VD4 contienen el neurotransmisor acetilcolina (ACh) y las neuronas LPeD1 expresan receptores ACh nicotínicos (nAChR). Neuronas VD4 y LPeD1 en vivo forman sinapsis colinérgicas que controlan el comportamiento cardiorrespiratorio en L. stagnalis (Buckett y col., 1990).

Figura 1. La exposición a la taurina promueve el crecimiento neuronal cortical de la rata y aumenta el número de neuritas y células en cultivo. Se cultivaron neuronas corticales de rata en ausencia (control) o en presencia de taurina a diferentes concentraciones. (A) Las imágenes de contraste de fase se tomaron el día 3 en cultivo. (B) El tratamiento con taurina aumentó significativamente el crecimiento total de neuritas en las imágenes de contraste de fase. El crecimiento total de neuritas para el control fue 21,634.2 & # x000B1 1788.7 & # x003BCm, para 50 & # x003BCM taurina fue 39,775.7 & # x000B1 2,056.3 & # x003BCm, y para taurina 1 mM fue 47,714.8 & # x000B1 1,222.5 & # x003BCm (pag = 0,0007 para el control frente a taurina 50 & # x003BCM, pag = 0,00009 para control frente a taurina 1 mM, y pag = 0,04 para 50 & # x003BCM frente a taurina 1 mM). (C) El tratamiento con taurina también aumentó significativamente el número de cuerpos celulares por imagen en comparación con los controles. El recuento de cuerpos celulares fue 21,7 & # x000B1 1,9 para el control, 36,7 & # x000B1 3,2 para 50 & # x003BCM taurina y 44,3 & # x000B1 4,1 para taurina 1 mM (pag = 0,03 para el control frente a taurina 50 & # x003BCM, y pag = 0,005 para el control frente a taurina 1 mM). (D) Sin embargo, el cálculo de la longitud media de las neuritas reveló una diferencia no significativa entre los tratamientos de control y taurina. La longitud promedio de neuritas para el control fue 1,004.7 & # x000B1 69.3 & # x003BCm, para 50 & # x003BCM taurina fue 1,102.7 & # x000B1 120.1 & # x003BCm, y para taurina 1 mM fue 1,090 & # x000B1 76.1 & # x003BCm (pag = 0.724). (MI) El número de neuritas aumentó significativamente cuando se cultivaron neuronas corticales con taurina en ambas concentraciones. El número de neuritas en control fue 740 & # x000B1 84,9, 50 & # x003BCM taurina fue 1337 & # x000B1 34, y taurina 1 mM fue 1,718,3 & # x000B1 55,6 (pag = 0,001 para el control frente a taurina 50 & # x003BCM, pag = 0,00007 para control frente a taurina 1 mM, y pag = 0,01 para 50 & # x003BCM frente a taurina 1 mM norte = 3 imágenes por tratamiento la prueba estadística fue ANOVA de una vía en todos los casos). * Indica un nivel de significancia de pag & # x0003C 0,05 frente al control **pag & # x0003C 0.01, ***pag & # x0003C 0,001, ****pag & # x0003C 0,0001, y & # x00023 indica un nivel de significancia de pag & # x0003C 0,05 frente a 50 & # x003BCM taurina.

Figura 2. & # x003B2-Las neuronas corticales marcadas con tubulina revelan un aumento en el grosor de las neuritas después del tratamiento con taurina. Después de 3 días en medio rico en taurina (50 & # x003BCM o 1 mM) o libre, se tiñeron las neuronas corticales con el marcador citoesquelético & # x003B2-tubulina y se obtuvieron imágenes. (A) Imágenes representativas demuestran el extenso crecimiento de cultivos en todos los tratamientos y controles. Las flechas indican ejemplos de procesos neuríticos extensos, mientras que los asteriscos muestran interconexiones sólidas. (B) La taurina a concentraciones de 50 & # x003BCM y 1 mM aumentó significativamente el grosor medio de las neuritas primarias en comparación con el control. El grosor promedio de neuritas para el control fue 1.6 & # x000B1 0.09 & # x003BCm, para 50 & # x003BCM taurina fue 2.3 & # x000B1 0.1 & # x003BCm, y para taurina 1 mM fue 2.4 & # x000B1 0.2 & # x003BCm (pag = 0,0004 para control frente a taurina 50 & # x003BCM, y pag = 0,0002 para el control frente a taurina 1 mM). (C) La intensidad de la & # x003B2-tubulina no se modificó significativamente por ninguna concentración de taurina. Específicamente, la intensidad de control de & # x003B2-tubulina fue 663,3 & # x000B1 136,2, para 50 & # x003BCM taurina fue 694,3 & # x000B1 96,3, y para taurina 1 mM fue 692,5 & # x000B1 58,3 (pag = 0.971 norte = 4 imágenes por tratamiento y el número de neuritas analizadas fue 40, 39 y 30 para el control, taurina 50 & # x003BCM y taurina 1 mM, respectivamente, la prueba estadística fue ANOVA unidireccional en todos los casos). *** Indica un nivel de significancia de pag & # x0003C 0,001 frente al control.

figura 3. La taurina mejora la expresión de proteína presináptica y puncta presináptica en neuronas corticales de rata. Se cultivaron neuronas corticales con taurina 50 & # x003BCM, taurina 1 mM o sin taurina (control) durante 10 días para permitir el desarrollo de redes maduras. El día 10, las células se fijaron y se tiñeron con anticuerpos contra la proteína sinaptofisina de la vesícula presináptica y la proteína de densidad del receptor postsináptico PSD95. Las imágenes se adquirieron mediante microscopía confocal y se analizaron redes completas (imágenes fluorescentes completas) para determinar la intensidad de la proteína sináptica, los puntos y la colocalización. (A) Imágenes inmunofluorescentes representativas muestran la tinción de proteínas sinápticas de control, 50 & # x003BCM, neuronas corticales tratadas con taurina 1 mM. (ANTES DE CRISTO) La adición de taurina 1 mM a los medios de cultivo aumentó significativamente la intensidad de la expresión de sinaptofisina sin alterar significativamente la intensidad de PSD95. Específicamente, la intensidad fluorescente de la sinaptofisina en el control fue 257,6 & # x000B1 20,7, en taurina a 50 & # x003BCM fue 417,3 & # x000B1 110, y en taurina a 1 mM fue 551,1 & # x000B1 39,6 (pag = 0,02 para el control frente a taurina 1 mM). La intensidad de fluorescencia de PSD95 en el control fue 311,9 & # x000B1 30,5, en taurina a 50 & # x003BCM fue 297,1 & # x000B1 59,5, y en taurina a 1 mM fue 431,9 & # x000B1 44,3 (pag = 0.108). (DELAWARE) El número de sinaptofisina presináptica y puncta PSD95 postsináptica en una imagen fluorescente se midió mediante el complemento ImageJ SynQuant. El único cambio significativo en el número de puntos se produjo después del tratamiento con taurina 1 mM para los puntos de sinaptofisina. Específicamente, el número de puncta de sinaptofisina en el control fue 692,8 & # x000B1 63,3, en taurina a 50 & # x003BCM fue 832,3 & # x000B1 63,3, y en taurina a 1 mM fue 881,7 & # x000B1 20,7 (pag = 0,03 para el control frente a taurina 1 mM). El número de puntas PSD95 en el control fue 226,8 & # x000B1 35,3, en taurina a 50 uM fue 287,5 & # x000B1 95,6, y en taurina a 1 mM fue 260,2 & # x000B1 11,8 (pag = 0.743). (F) SynapCountJ, un complemento de ImageJ, se utilizó para determinar las sinapsis (según & # x003BCm 2) vía colocalización de sinaptofisina y PSD95 en neuritas rastreadas. No hubo diferencias significativas en el número de sinapsis entre los tratamientos. El número de sinapsis de células de control (por & # x003BCm 2) fue 0,55 & # x000B1 0,07, la taurina 50 & # x003BCM fue 0,59 & # x000B1 0,08, y la taurina 1 mM fue 0,56 & # x000B1 0,05 (pag = 0.904 norte = 4 imágenes para control y 50 & # x003BCM neuronas tratadas con taurina norte = 6 imágenes para neuronas tratadas con taurina 1 mM, la prueba estadística fue ANOVA unidireccional en todos los casos). * Indica un nivel de significancia de pag & # x0003C 0,05 frente al control.

Figura 4. En las neuritas, una mayor concentración de taurina (1 mM) aumenta la intensidad y el área de los puntos presinápticos, mientras que los puntos postsinápticos no se ven afectados. Los parámetros de puncta en neuritas se examinaron haciendo zoom en una neurita primaria de 1000 & # x003BCm 2 que se extiende desde una neurona piramidal y usando el complemento de ImageJ SynQuant. (A) Imágenes fluorescentes representativas muestran un ejemplo de la neurita ampliada de 1000 & # x003BCm 2 de una neurona tratada con taurina 50 & # x003BCM. (B) Se midió la intensidad de la sinaptofisina puncta en la imagen de neurita recortada y mostró un aumento significativo en las neuronas tratadas con taurina 1 mM. Las intensidades de sinaptofisina puncta en el control fueron 159.7 & # x000B1 4.0, 50 & # x003BCM taurina fue 163.6 & # x000B1 3.7, y taurina 1 mM fue 203.4 & # x000B1 2.4 (pag & # x0003C 0,00001 para control frente a 50 & # x003BCM taurina, y pag & # x0003C 0,00001 para taurina 50 & # x003BCM frente a taurina 1 mM). (C) La intensidad de PSD95 puncta disminuyó significativamente en neuritas cultivadas en taurina 50 & # x003BCM. Las intensidades de PSD95 puncta en el control fueron 116.2 & # x000B1 4.0, en 50 & # x003BCM la taurina fue 97.6 & # x000B1 3.6, y en taurina 1 mM fue 117 & # x000B1 2.9 (pag = 0,002 para el control frente a taurina 50 & # x003BCM, y pag = 0,0001 para taurina 50 & # x003BCM frente a taurina 1 mM). (DELAWARE) El número de sinaptofisina presináptica y puncta PSD95 postsináptica no difirió significativamente entre los tratamientos. Específicamente, el número de puncta de sinaptofisina fue 22,8 & # x000B1 2,3 para control, 25,3 & # x000B1 2,6 para taurina 50 & # x003BCM y 22,3 & # x000B1 2,4 para taurina 1 mM (pag = 0,684). El número de puncta PSD95 fue 7,9 & # x000B1 1,3 para control, 8,6 & # x000B1 1,5 para taurina 50 & # x003BCM y 9 & # x000B1 1,2 para taurina 1 mM (pag = 0.852). (F) Se midió el área de puncta de sinaptofisina y dio como resultado un aumento significativo para las neuronas tratadas con taurina 1 mM. El área de puncta de sinaptofisina para el control fue 3.8 & # x000B1 0.2 & # x003BCm 2, para 50 & # x003BCM taurina fue 4.3 & # x000B1 0.2 & # x003BCm 2, y para taurina 1 mM fue 5.8 & # x000B1 0.3 & # x003BCm 2 (pag & # x0003C 0,00001 para control frente a taurina 1 mM, y pag = 0,00002 para taurina 50 & # x003BCM frente a taurina 1 mM). (GRAMO) El tratamiento con taurina a 50 & # x003BCM disminuyó el área puncta del PSD95, lo que condujo a un aumento significativo en el área puncta de las neuritas tratadas con taurina 1 mM en comparación con el tratamiento con 50 & # x003BCM. El área de puncta PSD95 fue 5.3 & # x000B1 0.7 & # x003BCm 2 para control, 4.4 & # x000B1 0.3 & # x003BCm 2 para taurina 50 & # x003BCM, y 6.4 & # x000B1 0.5 & # x003BCm 2 para taurina 1 mM (pag = 0,01 para taurina 50 & # x003BCM frente a taurina 1 mM norte = 13, 15 y 22 imágenes de neuritas recortadas analizadas El área de puncta PSD95 para el control fue taurina 50 & # x003BCM y taurina 1 mM, respectivamente, la prueba estadística fue ANOVA unidireccional en todos los casos). ** Indica un nivel de significancia de pag & # x0003C 0,01 frente a control, *****pag & # x0003C 0.00001, y & # x00023 indica un nivel de significancia de pag & # x0003C 0,05 frente a 50 & # x003BCM taurina, & # x00023 & # x00023 & # x00023 pag & # x0003C 0,001, & # x00023 & # x00023 & # x00023 & # x00023 pag & # x0003C 0.0001 y & # x00023 & # x00023 & # x00023 & # x00023 & # x00023 pag & # x0003C 0.00001.

Figura 5. Exposición aguda de Lymnaea neuronas centrales a taurina altera la excitabilidad de dos neuronas formadoras de sinapsis. (A) L. stagnalis Se diseccionó el ganglio del anillo central. (B) Examinar si la exposición aguda a una alta concentración de taurina afecta la excitabilidad neuronal y / o la transmisión sináptica, bien definido L. stagnalis Se cultivaron pares neuronales pre y postsinápticos VD4-LPeD1 y se les permitió formar sinapsis (norte = 4). (C) Los registros intracelulares revelaron que los potenciales de acción presinápticos provocaban actividades eléctricas en las neuronas postsinápticas, y estas se calmaban después de la exposición a taurina a 2,5 mM. Curiosamente, los potenciales postsinápticos (PSP) permanecieron durante la presencia de taurina, lo que indica que la taurina puede modular selectivamente el cambio de excitabilidad neuronal al tiempo que permite que se produzca la transmisión sináptica entre dos neuronas sinápticas. (D) En reposo, la taurina provocó un cambio de potencial de membrana hiperpolarizante significativamente mayor (& # x00394mV) en las neuronas LPeD1 (7.14 & # x000B1 0.5 mV) que en las neuronas VD4 (2.37 & # x000B1 1.6 mV student prueba t, pag = 0.049 norte = 3). Los valores de dirección negativa y del eje Y indican una acción hiperpolarizante de la taurina sobre los potenciales de membrana en reposo de VD4 y LPeD1. (MI) La hiperpolarización en las neuronas LPeD1 se produjo en células LPeD1 inactivas o activadas. Las líneas punteadas indican los niveles de potencial de membrana basal. * Indica un nivel de significancia de pag & # x0003C 0.05.

Inmunocitoquímica y microscopía confocal

Se realizó inmunotinción para examinar los cambios morfológicos en las proteínas citoesqueléticas y sinápticas neuronales de las neuronas corticales cultivadas durante 3 días y 10 días, respectivamente. Las neuronas se fijaron con paraformaldehído al 4% y ácido pícrico al 15% durante 1 ha temperatura ambiente. La permeabilización de los cultivos fijados se realizó mediante incubación durante 1 h en un medio de incubación que contenía suero de cabra al 5% y Triton X al 0,1%. Luego, las células se incubaron con anticuerpos primarios anti-sinaptofisina de conejo (1: 500, Abcam) y anti-PSD95 de ratón (1 : 2.000 NeuroMab) para estudiar el desarrollo de proteínas sinápticas. Los anticuerpos primarios se aplicaron a 4 ° C durante la noche. Después de 3 & # x000D7 lavados con 1 & # x000D7 PBS, se aplicaron los anticuerpos secundarios AlexaFluor 488 de cabra anti-IgG de conejo (1: 200 Invitrogen) y AlexaFluor 546 de cabra anti-IgG de ratón (1: 200 Invitrogen) durante 1 ha temperatura ambiente. Se usó anti - & # x003B2-tubulina de ratón (1: 500 Invitrogen) para estudiar el desarrollo de proteínas citoesqueléticas. Las preparaciones se lavaron 3 & # x000D7 en 1 & # x000D7 PBS y se montaron con medio de montaje MOWIOL. Se utilizó un microscopio confocal Zeiss (LSM 510 Meta, Zeiss, Alemania) para tomar imágenes de fluorescencia. Los parámetros de adquisición de imágenes, como los tiempos de exposición, los ajustes de ganancia, la intensidad del láser, el tamaño del orificio, etc., permanecieron iguales entre los cultivos de control y tratados.

ImageJ Trazado de neuritas y análisis de puntos sinápticos

ImageJ se utilizó para analizar el contraste de fase y las imágenes inmunofluorescentes de las células corticales. El complemento ImageJ NeuronJ se empleó para medir el crecimiento de neuritas en imágenes de contraste de fase de neuronas corticales durante 3 días en cultivo como se describió anteriormente (Meijering et al., 2004 Pemberton et al., 2018). NeuronJ se programó para generar el crecimiento total de neuritas (& # x003BCm) y el número de neuritas por imagen de contraste de fase. Por lo tanto, después de contar el número total de cuerpos celulares por imagen, se calculó la longitud promedio de neuritas dividiendo el crecimiento total de neuritas por el número total de cuerpos celulares. Usando neuronas corticales del día tres teñidas con & # x003B2-tubulina con fluorescencia, se utilizó ImageJ para determinar la intensidad total de & # x003B2-tubulina (salida IntDen del producto del área y el valor medio de gris) por imagen. A partir de las mismas imágenes neuronales teñidas con fluorescencia de tubulina & # x003B2, se identificaron neuritas primarias que se extienden desde neuronas piramidales. Se midió la parte más gruesa de cada neurita para comparar el grosor medio de neurita. Usando este método, se midió el grosor de 30 & # x0201340 neuritas primarias en cada tratamiento.

Las neuronas corticales se cultivaron sin taurina o con 50 & # x003BCM o taurina 1 mM, se marcaron fluorescentemente con el marcador presináptico sinaptofisina y el marcador postsináptico PSD95 después de 10 días en cultivo, y se obtuvieron imágenes. La sinaptofisina y la intensidad fluorescente de PSD95 se midieron en ImageJ como se describe anteriormente para & # x003B2-tubulina. El complemento ImageJ SynapCountJ se utilizó para medir el número de sinapsis (colocalización de sinaptofisina y PSD95) por área de neurita rastreada como se describió anteriormente (Mata et al., 2016). Los parámetros de puntos sinápticos se midieron con el complemento de ImageJ SynQuant (Wang et al., 2020). Para observar las mediciones de puntos de sinaptofisina (presináptica) y PSD95 (postsinápticos) en campos de visión completos (muchas redes neuronales tomadas juntas), SynQuant analizó imágenes fluorescentes sin recortar y se emitió el número de puntos de sinaptofisina y PSD95. Para centrarse directamente en las neuritas, se identificaron las neuritas primarias que se extienden desde las neuronas piramidales. Se colocó un cuadrado de 50 & # x003BCm & # x000D7 20 & # x003BCm en el inicio de las neuritas piramidales primarias (extendiéndose directamente desde el cuerpo celular) y se recortó para crear un área de 1000 & # x003BCm 2 de una neurita ampliada. Con este método, se midieron 13 & # x0201322 neuritas por tratamiento. Estas imágenes de neuritas fueron analizadas por SynQuant para medir el número, la intensidad y el área de sinaptofisina y puncta PSD95.

Electrofisiología

Se utilizaron técnicas de registro intracelular para investigar la excitabilidad neuronal y la fisiología sináptica entre los pares Lymnaea neuronas. Se extrajeron microelectrodos de vidrio (World Precision Instruments de 1,5 mm de diámetro interno) usando un extractor de pipetas vertical (Modelo 700C, David Kopf Instruments). Los electrodos se rellenaron con una solución saturada de K2ASI QUE4 para producir una resistencia de la punta de 30 a 60 megaohmios. Neurons were viewed under an inverted microscope (Axiovert 200 M Zeiss) and impaled by Narishige micromanipulators (MO-202, Narishige). Electrical signals were amplified with a Neuro data amplifier (Neuron Data Instrument Corp) and recorded with the Axoscope program (Axon Instruments).

Utilizando el Lymnaea synapse model in combination with intracellular recording techniques, we asked the following questions: Does taurine affect synapse formation (synaptogenesis), synaptic transmission, and synaptic plasticity between Lymnaea neurons? Does taurine exhibit synergistic actions with trophic factors to affect synaptic properties in invertebrate neurons? Does taurine act on the presynaptic or postsynaptic site?

Synaptogenesis Experiments

To evaluate the effects of taurine on synapse formation, presynaptic visceral dorsal 4 (VD4) and postsynaptic left pedal dorsal 1 (LPeD1) cells in L. stagnalis were paired and cultured in the absence or presence of 1 mM taurine (Sigma-Aldrich) in DM (no trophic factors) or CM (with trophic factors) overnight. Intracellular recordings were made the next day to monitor the development of synapses by recording postsynaptic potentials (PSPs) in the LPeD1 cell following the presynaptic stimulus. Current injection-induced action potentials in the presynaptic VD4 neuron triggered 1:1 PSPs in the postsynaptic LPeD1 neuron, indicating the formation of functional synapses. The current injection was made using a built-in current injector (Dual Channel Intracellular Recording Amplifier IR-283 Cygnus Technology, Delaware Water Gap, PA, USA). Averages of four successive PSPs measured from treated and untreated control groups were compared to determine the effects of taurine on the incidence and strength of synapse formation. The percentage of synapse formation was determined as the number of pairs that exhibited quantifiable transmission of stimuli between cells out of the total number of pairs that were treated.

Synaptic Transmission Experiments

To evaluate the effects of taurine on synaptic transmission at established synapses, VD4-LPeD1 neurons were cultured in the absence or presence of taurine (1 mM) in DM or CM overnight. Electrophysiological recordings were collected as described above to determine baseline synapse strength. Average amplitudes of PSPs were measured from control or treatments and compared to determine the effects of taurine, CM, or their combination on the strength of the synaptic transmission. The membrane potential of the LPeD1 neuron was maintained at � mV by current injection to enable a comparative evaluation of synapse strength.

Synaptic Plasticity (Post-tetanic Potentiation) Experiments

VD4-LPeD1 neurons were soma-soma juxtaposed and cultured in the absence (control) or presence of treatment overnight. Induced action potentials in the VD4 neuron triggered 1:1 PSPs in the postsynaptic LPeD1 neuron. Following a tetanic stimulation (a tetanic burst at 10 Hz), the PSP amplitude post-tetanus (pPSP) was substantially potentiated. The increase in the pPSP/PSP ratio is defined as (PTP as shown in Figures 6, 7), which underlies short-term synaptic plasticity. The pPSP/PSP values were recorded in neurons cultured in the absence (control) or presence of taurine (1 mM) in DM or CM. The tetanic stimulation was generated by injecting a square depolarizing current pulse in a duration of about 2 s into the presynaptic cell to elicit 12� action potentials, a well-defined stimulation paradigm for inducing consistent PTP as described in previous studies (Luk et al., 2011).

Figura 6. Taurine enhances the development and strength of functional synapses between L. stagnalis central neurons but does not affect the postsynaptic response of exogenously applied transmitter. (A, B) Representative recordings show the responses of cell pairs cultured without taurine (control) and with 1 mM taurine. Asterisks denote peaks of PSPs. (C) Quantification of the incidence of synapse formation (reflected by the percent of cell pairs exhibiting 1:1 ratio of presynaptic action potential: postsynaptic cell PSPs) demonstrated that taurine enhances synaptic incidence. Specifically, 53% of control pairs formed synapses while 100% of 1 mM taurine-treated pairs formed synapses (norte = 15 for control and norte = 10 for 1 mM taurine Fisher’s exact test, pag = 0.02019). (D) Statistical analyses of the efficacy of synaptic transmission (the mean amplitudes of PSPs) showed taurine significantly enhances synaptic transmission strength. The control PSP was 4.74 ± 0.54 mV and 1 mM taurine was 9.78 ± 0.79 mV (norte = 8 for control and norte = 10 for 1 mM taurine student t-prueba, pag < 0.00001). (MI) Post-tetanic potentiation (PTP) ratio of postsynaptic potential before and after tetanic stimulation (PSP to pPSP ratio) was not significantly different between control neurons and neurons treated with taurine. The control PTP ratio was 2.58 ± 0.32 and 1 mM taurine was 2.7 ± 0.25 (norte = 8 for control and norte = 10 for 1 mM taurine student t-prueba, pag = 0.7684). The dotted line in B indicates an example of PTP in which the pPSP after high-frequency stimulation is higher than PSP before high-frequency stimulation. (F) To determine if taurine-induced increases in Lymnaea synaptogenesis and transmission involves the promotion of expression or function of postsynaptic transmitter receptors, LPeD1 cells were cultured in the absence or presence of taurine overnight. Intracellular recordings were made the next day and ACh (1 μM) was pressure-injected onto the cell bodies of LPeD1 while neurons were held at � mV. There was no significant difference between membrane potential responses in taurine-free (15.34 ± 1.46 mV norte = 17) and taurine-treated (12.99 ± 1.32 mV norte = 10) neurons (student prueba t, pag = 0.2393). (GRAMO) Examples of raw traces of postsynaptic membrane potential response to exogenously applied ACh in a neuron cultured in the absence or presence of taurine (1 mM). *Indicates a significance level of pag < 0.05, and *****pag < 0.00001.

Figura 7. Taurine nonsignificantly increases L. stagnalis neuron synapse formation, transmission, and plasticity in medium rich with trophic factors. L. stagnalis neurons were paired in a soma-soma configuration and cultured in medium containing L. stagnalis derived neurotrophic factors in Lymnaea brain conditioned medium (CM) alone or CM plus 1 mM taurine (CM + taurine). Intracellular recordings were made from the cell pairs. (A, B) Representative recordings show the responses of L. stagnalis cell pairs cultured in CM alone or CM + taurine. (C) Incidence of synapse formation was calculated as the percentage of cell pairs forming a 1:1 ratio of presynaptic action potential to postsynaptic PSP cells cultured in CM + taurine formed strong synapses in all the pairs (100%) examined, while 87.5% of the pairs formed synapses in CM alone (norte = 5 for CM and norte = 8 for CM + taurine Fisher’s exact test, pag = 1). (D) Average peak amplitudes of PSPs of cells cultured in CM + taurine was increased compared to cells cultured in CM alone. PSP in CM cultured cells was 7.40 ± 0.74 mV while PSP in CM + taurine cultured cells was 8.75 ± 1.44 mV (norte = 7 for CM and norte = 5 for CM + taurine student t-prueba, pag = 0.4107). (MI) The ratio of postsynaptic potential before and after tetanic stimulation (PTP ratio) was larger in pairs cultured in CM + taurine than those cultured in CM alone, although this was not significant. PTP ratio for CM was 2.69 ± 0.46, and PTP ratio for CM + taurine was 4.05 ± 1.43 (norte = 7 for CM, and norte = 5 for CM + taurine student t-prueba, pag = 0.4069). The dotted line in (A) shows the increase in pPSP after high-frequency stimulation.

ACh Puffing Experiments

To further elucidate if taurine’s action on synapse development and synaptic transmission involves the regulation of postsynaptic nAChRs, the transmitter ACh (1 μM) was pressure-applied (15 Psi, 100 ms duration) onto LPeD1 neurons to mimic transmitter release through a glass pipette (ߢ μm tip in diameter) which was connected to a PV800 Pneumatic Picopump (World Precision Instruments). Intracellular recordings were made on LPeD1 cells (held at � mV) to monitor the membrane potential change in response to the puffed ACh. The pipette containing ACh was placed at a distance of about two soma-lengths from LPeD1 to avoid mechanical disturbance.

ACh (A-2661), taurine (T8691), and all other chemicals were purchased from Sigma Aldrich (Saint Louis, MO, USA).

Análisis estadístico

ImageJ was used to analyze morphological structures of neurites and synapses in cortical neurons with phase-contrast images and immunofluorescent-labeled β-tubulin, synaptophysin, and PSD95. Mini Analysis software (Synaptosoft) was used to measure the amplitudes of PSPs. RStudio was used to run statistical significance tests. Data were statistically analyzed using Fisher’s exact test, student t-tests, one-way analysis of variance (ANOVAs), and Tukey’s HSD Post hoc tests as appropriate. Values were considered statistically significant at the level of pag < 0.05. The data are presented as mean ± S.E.M. Each experiment was replicated a minimum of three times the actual number of replicates for each experiment is described in the text or listed in the corresponding figure legend. All graphs/figures were made using GraphPad Prism 8.4.2 and Adobe Photoshop 2020.


Nervios craneales

Humans have 12 cranial nerves, nerves that emerge from or enter the skull (cranium), as opposed to the spinal nerves, which emerge from the vertebral column. Each cranial nerve has a name. Some cranial nerves transmit only sensory information. For example, the olfactory nerve transmits information about smells from the nose to the brainstem. Other cranial nerves transmit almost solely motor information. The oculomotor nerve controls the opening and closing of the eyelid and some eye movements. Other cranial nerves contain a mix of sensory and motor fibers. For example, the glossopharyngeal nerve has a role in both taste (sensory) and swallowing (motor).

Figura ( PageIndex <1> ): Nervios craneales: The human brain contains 12 cranial nerves that receive sensory input and control motor output for the head and neck.


Neurotransmisores

Neurotransmitters are an essential part of our everyday functioning. While it is not known exactly how many neurotransmitters exist, scientists have identified more than 100 of these chemical messengers.

The following are just a few of the major neurotransmitters, their known effects, and disorders they are associated with.

Acetylcholine: Associated with memory, muscle contractions, and learning. A lack of acetylcholine in the brain is associated with Alzheimer’s disease.

Endorphins: Associated with emotions and pain perception. The body releases endorphins in response to fear or trauma. These chemical messengers are similar to opiate drugs such as morphine but are significantly stronger.

Dopamine: Associated with thought and pleasurable feelings. Parkinson’s disease is one illness associated with deficits in dopamine.   Doctors may prescribe medications that can increase dopamine activity in the brain. One category is dopamine agonists, which mimic the effects of dopamine.

Another type of agent is levodopa, which is converted into dopamine in the brain. They each carry their own relative benefits and side effects. Researchers also have found strong links between schizophrenia and excessive amounts of dopamine in certain parts of the brain.


Genes involved in synaptogenesis

In contrast with the cellular and molecular makeup of synaptic architecture, little is known about the genetic machinery that orchestrates synaptogenesis in the nervous system. A recent flurry of activity in this area of developmental neuroscience has resulted in the identification and characterization of various synapse-specific genes and their products at the NMJ. Specifically, mutation of a gene termed late bloomer, which is involved in synapse formation in Drosophila, delayed, but did not prevent synapse formation ( Kopczynski et al. 1996). In addition, in the highwire (hiw) Drosophila mutant, elaborate synapses are formed, both in numbers of synaptic boutons and lengths of synaptic branches ( Wan et al. 2000 ). Although these exuberant synapses have reduced quantal contents, the ultrastructure, axonal pathfinding and synapse formation appeared normal. En el C. elegans homologue of hiw, rpm-1, loss of function mutations produce abnormalities of presynaptic terminals at the GABAergic NMJ ( Zhen et al. 2000 ). Específicamente, rpm-1 is believed to regulate either the spatial arrangement of synapses or restrict the formation of presynaptic structures to localized areas. The involvement of rpm-1 in the regulation of synaptic growth was also demonstrated independently by Schaefer et al. (2000) . Finally, a gene termed futsch has been shown to regulate synaptic organization at the Drosophila NMJ ( Roos et al. 2000 ). Futsch mutations were shown to reduce synaptic microtubular organization, and reduce bouton numbers, while increasing their size.

Although perturbations of all of the above genes resulted in aberrant morphological organization of synapses, they did not appear to block synapse formation completely. Moreover, in contrast with the identification of synapse-specific genes at the NMJ, very little is known about genes that regulate synapse formation in the CNS. A notable exception is the work of van Kesteren et al. (2001) , who identified a human homologue of the MEN1 tumour suppressor gene in Lymnaea, which codes for the trascription factor menin. Menin was shown subsequently to be a critical mediator of synapse formation between soma-soma paired Lymnaea neurons (van Kesteren et al. 2001 ). This study showed that the MEN1 gene was upregulated during synapse formation between identified neurons in cell culture and antisense knockdown of MEN1 mRNA blocked the formation of functionally mature synaptic connections. Moreover, using immunocytochemistry and cell-specific antisense knockdown of MEN1 mRNA, we demonstrated that postsynaptic, but not presynaptic, expression was required for synapse formation. This study now opens the possibility that various synapse-specific genes can indeed be identified, characterized and manipulated in the CNS.

While invertebrate systems such as Lymnaea have been well suited for studying synaptic physiology during synapse formation and have yielded important insights into the genetic determinants of synapse formation, other model systems promise more detailed analysis of the genetic and molecular determinants of synapse formation. The completion of the Drosophila, C. elegans, and mouse genomes will enable the use of large-scale DNA microarray techniques to study the dynamic changes in gene expression during developmental periods of neurogenesis, differentiation and synapse formation. In the mouse hippocampus, more than 1900 genes were shown to be dynamically regulated during critical periods of embryonic and postnatal development when neurons are born and begin to establish functional synapses with target neurons ( Mody et al. 2001 ). Among the many genes that were found to be differentially regulated during this period of nervous system development were those coding for synaptic vesicle proteins (VAMP2 and synaptophysin), neurotrophic factors (BDNF), transmitter receptors (glutamate receptor subunits GluR1, GluR2, NR1, and muscarinic acetylcholine receptor subunit M1), signal transductions enzymes and proteins (calcineurin B, ras, RAB-3A), and transcription and translation regulators (DNA binding protein SMBP2, transcription factor Sox-M). Not surprisingly, there was also a gradual increase in genes necessary for glucose metabolism as the brain's energy requirements shift from ketone in the neonate to glucose in adult animals.

The use of microarrays to screen for genes that are dynamically regulated during nervous system development and synapse formation complements the growing understanding of genetic mechanisms of synapse formation from mouse, fly and worm knockouts that are fatal due to the lack of synaptic transmission or display malfunctions in synapse formation and synaptic function ( Brenner, 1974 Aravamudan et al. 1999 Verhage et al. 2000 Godenschwege et al. 2002 Ho et al. 2003 Shin et al. 2003 ). There is no substitute, however, for precisely manipulating the expression of particular genes in a single cell to deduce the impact of such perturbations on synapse formation. As genetic information and tools are becoming more prevalent in model systems such as Lymnaea, it has been possible to use antisense and RNA interference techniques to knock down particular genes thought to be involved in synapse formation ( van Kesteren et al. 2001 Korneev et al. 2002 Spafford et al. 2003 ). This approach may yield further information about the site of action (pre- vs.postsynaptic neuron) and hierarchy of genes that control synapse formation. Continued use of genetic screens at the level of single-cell analysis will provide a comprehensive picture of how various genes interplay temporally to regulate synapse formation.


Study shows how some neurons compensate for death of their neighbors

IMAGE: All motor neurons and interneurons in the larval spinal cord are labeled with horse radish peroxidase (magenta). The subset of motor neurons used in this study is labeled with a transgenic reporter. view more

Credit: Robert Carrillo, PhD, and Yupu Wang

Our brains are complicated webs of billions of neurons, constantly transmitting information across synapses, and this communication underlies our every thought and movement.

But what happens to the circuit when a neuron dies? Can other neurons around it pick up the slack to maintain the same level of function?

Indeed they can, but not all neurons have this capacity, according to new research from the University of Chicago. By studying several neuron pairs that innervate distinct muscles in a fruit fly model, researchers found that some neurons compensate for the loss of a neighboring partner.

The results, published February 17, 2021, in the Revista de neurociencia, are a step in the direction of understanding the plasticity of the brain and using that knowledge to better understand not only normal development, but also neurodegenerative diseases.

"Now that we know that some neurons can compensate when other neurons die, we can ask whether this process can also happen in neurological diseases," said Robert Carrillo, PhD, assistant professor of Molecular Genetics and Cell Biology and corresponding author of the paper.

Because the human brain is incredibly complex, researchers use the comparatively simple fruit fly model to investigate fundamental neuroscience concepts that could potentially translate to our higher-order brains.

To better understand how the brain adapts to structural and functional changes, Carrillo and graduate student Yupu Wang examined the fruit fly's neuromuscular system, where each muscle is innervated by two motor neurons. While it is known that neurons can alter their activity when perturbations happen at their own synapses, a process known as synaptic plasticity, they wondered what would happen if one neuron was removed from the system. Would the other neurons respond and compensate for this loss?

It's not an easy question to answer: Removing single neurons without simultaneously destroying other neurons is difficult, and it is also difficult to measure a single neuron's baseline activity. The researchers solved this by expressing cell death-promoting genes in a very specific subset of motor neurons. They then used imaging and electrophysiological recordings to isolate the activity of the single remaining neuron in the pair.

In one muscle, they found that the remaining neuron expanded its synaptic arbor and compensated for both the spontaneous and evoked neurotransmission of its missing neighbor. When the researchers performed the same procedure on two other muscles, however, they found that the remaining neuron did not compensate for the loss of its neighbor.

"It appears that some neurons have the ability to detect and compensate for their neighboring neuron, and others do not," said Wang, who is doing his graduate studies in the Committee on Development, Regeneration and Stem Cell Biology.

That could be because, as the researchers found, each neuron has different functional properties. The neuron that compensated for the loss of its neighbor also contributed most to the overall activity of the muscle under baseline conditions.

This still left the researchers with an intriguing question: How does the remaining neuron know how much to compensate? They hypothesized that the neuron pairs work together to establish a "set point" for activity upon circuit formation. Indeed, they found that if the neuron's neighbor never forms synapses - if the system never knew it was supposed to get information from two neurons - then the remaining neuron will not compensate.

That leaves hope that further studies could help illuminate whether neurons whose neighbors are affected by neurogenerative diseases like amyotrophic lateral sclerosis (ALS), which causes progressive neuron death and loss of muscle function, could show synaptic plasticity.

Next the researchers are studying the mechanism that causes the compensation. They hope to better understand how the signal that the neuron has died is sent, and how that signal in turn causes the other neuron to compensate.

The study, "Structural and Functional Synaptic Plasticity Induced by Convergent Synapse Loss in the Drosophila Neuromuscular Circuit," was supported by National Institutes of Health grants K01-NS-102342 and T32-GM-007183, the University of Chicago Biological Sciences Division, and the Grossman Institute for Neuroscience, Quantitative Biology and Human Behavior. Additional authors include Meike Lobb-Rabe, James Ashley and Veera Anand.

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Neurogenesis

At one time, scientists believed that people were born with all the neurons they would ever have. Research performed during the last few decades indicates that neurogenesis, the birth of new neurons, continues into adulthood. Neurogenesis was first discovered in songbirds that produce new neurons while learning songs. For mammals, new neurons also play an important role in learning: about 1000 new neurons develop in the hippocampus (a brain structure involved in learning and memory) each day. While most of the new neurons will die, researchers found that an increase in the number of surviving new neurons in the hippocampus correlated with how well rats learned a new task. Interestingly, both exercise and some antidepressant medications also promote neurogenesis in the hippocampus. Stress has the opposite effect. While neurogenesis is quite limited compared to regeneration in other tissues, research in this area may lead to new treatments for disorders such as Alzheimer’s, stroke, and epilepsy.

How do scientists identify new neurons? A researcher can inject a compound called bromodeoxyuridine (BrdU) into the brain of an animal. While all cells will be exposed to BrdU, BrdU will only be incorporated into the DNA of newly generated cells that are in S phase. A technique called immunohistochemistry can be used to attach a fluorescent label to the incorporated BrdU, and a researcher can use fluorescent microscopy to visualize the presence of BrdU, and thus new neurons, in brain tissue. Figure 16.6 is a micrograph which shows fluorescently labeled neurons in the hippocampus of a rat.

Figure 16.6. This micrograph shows fluorescently labeled new neurons in a rat hippocampus. Cells that are actively dividing have bromodoxyuridine (BrdU) incorporated into their DNA and are labeled in red. Cells that express glial fibrillary acidic protein (GFAP) are labeled in green. Astrocytes, but not neurons, express GFAP. Thus, cells that are labeled both red and green are actively dividing astrocytes, whereas cells labeled red only are actively dividing neurons. (credit: modification of work by Dr. Maryam Faiz, et. al., University of Barcelona scale-bar data from Matt Russell)


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