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15.5: Regulación coordinada de la síntesis y degradación de glucógeno - Biología

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15.5: Regulación coordinada de la síntesis y degradación de glucógeno

Papel de la glucogenólisis en la memoria y el aprendizaje: regulación por noradrenalina, serotonina y ATP

Este artículo revisa el papel que juega la degradación del glucógeno (glucogenólisis) y la resíntesis de glucógeno en el procesamiento de la memoria en dos regiones diferentes del cerebro de los pollos, (1) el hipocampo y (2) el equivalente aviar de la corteza de los mamíferos, el mesopallio medial intermedio (IMM). ). El procesamiento de la memoria está regulado por los neuromoduladores noradrenalina y serotonina poco después de entrenar la descomposición y resíntesis del glucógeno. En los pollitos domésticos de un día, la formación de la memoria depende de la degradación del glucógeno (glucogenólisis) en tres momentos específicos durante los primeros 60 minutos después del aprendizaje (alrededor de 2,5, 30 y 55 minutos). Los polluelos aprenden a discriminar en una sola prueba entre cuentas de dos colores y sabores. La inhibición de la degradación del glucógeno por el inhibidor de la glucógeno fosforilasa 1,4-didesoxi-1,4-imino-D-arabinitol (DAB) administrado en momentos específicos antes de la formación de la memoria a largo plazo previene la formación de la memoria. La estimulación noradrenérgica de astrocitos de pollo cultivados por un agonista β2-adrenérgico (AR) selectivo reduce los niveles de glucógeno y creemos que in vivo esto desencadena la consolidación de la memoria en la segunda etapa de la glucogenólisis. La serotonina que actúa en los receptores 5-HT2B actúa en la primera etapa, pero no en la segunda. Hemos demostrado que la noradrenalina, que actúa a través de α2-AR postsinápticos, también es responsable de la síntesis de glucógeno y nuestros experimentos sugieren que existe una reserva lábil de glucógeno fácilmente accesible en los astrocitos que se agota en 10 minutos si se inhibe la síntesis de glucógeno. . La promoción del ATP endógeno de la consolidación de la memoria a los 2,5 y 30 min también depende de la degradación del glucógeno. El ATP actúa en los receptores P2Y1 y la acción de la trombina sugiere que provoca la liberación de calcio interno ([Ca (2 +)] i) en los astrocitos. El glutamato y el GABA, los neurotransmisores primarios del cerebro, no se pueden sintetizar en neuronas de novo y las neuronas dependen de la síntesis de glutamato astrocítico, lo que requiere glucogenólisis.

Palabras clave: ATP consolidación de astrocitos pollos de un día resíntesis de glucógeno procesamiento de memoria noradrenalina serotonina.


Procesos metabólicos controlados por enzimas alostéricas (con diagrama)

Un excelente ejemplo de la regulación por enzimas alostéricas de los procesos metabólicos lo proporciona la interrelación en los animales entre las vías metabólicas que dan como resultado:

(1) La síntesis de glucógeno a partir de glucosa y

(2) La oxidación de glucosa a CO2 y agua.

Casi todos los procesos del cuerpo que consumen energía se producen a expensas del ATP y gran parte de este ATP se deriva de la oxidación de la glucosa. Durante los períodos de actividad elevada (p. Ej., Ejercicio), el glucógeno se descompone para producir glucosa, que luego ingresa a la vía metabólica convirtiéndola en CO2 y agua, con la consiguiente generación de ATP. Por el contrario, durante los períodos de descanso o de baja demanda de energía, la glucosa absorbida se convierte en glucógeno.

Tres de las enzimas involucradas en el metabolismo de la glucosa son alostéricas, estas son la fosfofructoquinasa (una enzima requerida en la serie de reacciones que convierten la glucosa-6-fosfato en CO2 y agua), glucógeno sintetasa (implicada en la incorporación de glucosa-1-fosfato al glucógeno) y glucógeno fosforilasa (que elimina la glucosa como glucosa-1-fosfato del glucógeno durante el catabolismo del glucógeno).

Cuando los niveles de ATP son altos y no se produce un consumo importante de energía en el cuerpo, la glucosa se desvía hacia el glucógeno (es decir, predomina la & # 8220glucogénesis & # 8221). Esto se logra porque el ATP actúa como un efector negativo de la fosfofructoquinasa y la glucógeno fosforilasa y como un efector positivo, junto con la glucosa-6-fosfato, de la glucógeno sintetasa (fig. 11-8a).

Cuando el nivel de ATP cae (p. Ej., Durante el ejercicio) y hay una mayor demanda de ATP, la síntesis de glucógeno se detiene ya que la glucosa absorbida se consume directamente en la producción de ATP y la glucosa adicional está disponible a través del catabolismo del glucógeno (es decir, & # 8220 glucogenólisis y # 8221). Esta vía se activa por los efectos positivos sobre la fosfofructoquinasa y la glucógeno fosforilasa del precursor de ATP, AMP.

La hormona epinefrina, secretada al torrente sanguíneo durante los períodos de gran actividad, también tiene un efecto sobre estas vías metabólicas en los músculos y el hígado. Cuando la epinefrina en el torrente sanguíneo llega a los músculos, se une a la superficie de las células musculares y promueve la síntesis de AMP cíclico (cAMP) por la enzima adeny Icy close.

A continuación, el cAMP activa alostéricamente una segunda enzima (proteína quinasa), que finalmente activa la glucógeno fosforilasa pero inactiva la glucógeno sintetasa (figura 11-8b). Este fenómeno también se considera con las funciones de las hormonas y el papel de la fosforilación de proteínas como mecanismo regulador metabólico.

Las vías descritas anteriormente ilustran los mecanismos para activar y desactivar las enzimas alostéricas. En ausencia de tales mecanismos, ambas vías estarían activas simultáneamente para que sus efectos se cancelen entre sí, ¡un estado de lo más improductivo! Por tanto, el alosterismo proporciona una base para regular los niveles de actividad de las vías metabólicas relacionadas.

La regulación de la síntesis de aminoácidos:

Escherichia coli proporciona un claro ejemplo de control de vías metabólicas divergentes mediante inhibición por retroalimentación. En la figura 11-9 se muestra un esquema de las vías metabólicas para la síntesis de tres aminoácidos. La lisina, la metionina y la treonina se sintetizan a partir del aspartato y pueden utilizarse en la síntesis de proteínas.

Sin controles metabólicos, el consumo o la utilización de cualquiera de estos aminoácidos estimularía las vías y provocaría una síntesis innecesaria de los aminoácidos no utilizados y del utilizado. Un sistema tan desregulado consumiría recursos vitales y energía, ambos factores podrían tener implicaciones de supervivencia para el organismo y consecuencias evolutivas para la especie.

Sin embargo, en E. coli, los mecanismos reguladores alostéricos son más efectivos. La acumulación de cada aminoácido produce una inhibición por retroalimentación de la primera enzima en la rama específica de la vía que conduce a la síntesis de ese aminoácido. En la Figura 11-9, este efecto negativo se muestra mediante líneas discontinuas.

Además, se logra un nivel adicional de regulación a través de los efectos sobre la enzima aspartoquinasa, que cataliza y fosforila el aspartato. Esta enzima existe en tres formas (es decir, hay tres isoenzimas), simbolizadas en la Figura 11-9 mediante el uso de tres flechas separadas para mostrar la conversión de aspartato en aspartilfosfato.

Una de las isoenzimas es inhibida específica y completamente por treonina, la segunda (que está presente solo en pequeñas cantidades) es inhibida específicamente por homoserina y la tercera isoenzima es inhibida específicamente por lisina. Además, la lisina reprime la síntesis de la última isoenzima. (La represión es un mecanismo regulador que reduce la cantidad de moléculas enzimáticas en la célula.


Regulación covalente de la actividad enzimática

Hay dos tipos básicos de control covalente de la actividad enzimática: reversible e irreversible. Un ejemplo de activación irreversible es la escisión proteolítica de proenzimas en el tracto digestivo que conducen a las formas activas de tripsina y quimotripsina. La activación de estas enzimas proteolíticas fuera de la célula es crítica, ya que la presencia de enzimas activas dentro de la célula podría provocar la degradación no deseada de los componentes celulares o la digestión completa del contenido de las vesículas secretoras en las que residen las proenzimas antes de secreción de la célula. Otro ejemplo de inhibición irreversible de la actividad enzimática es la acción de serpinas sobre proteasas extracelulares. Las proteasas, además de su acción durante la digestión, son contribuyentes esenciales en la remodelación de la matriz extracelular y en la acción de las cascadas de coagulación. Tras la activación de estas proteasas, la duración de su actividad está controlada por la presencia de inhibidores específicos, denominados serpinas (inhibidores de serina proteasa), que forman complejos estrechos e irreversibles con las proteasas. Este complejo luego se elimina rápidamente de la circulación extracelular y se degrada.

La modificación covalente reversible clave de la actividad es la fosforilación. En los sistemas eucariotas, las proteína quinasas utilizan ATP para transferir un fosfato a la proteína en las cadenas laterales de los residuos de serina, treonina o tirasina en la secuencia de la proteína diana (fig. 3.14). La especificidad de las quinasas determina qué aminoácido se fosforila y qué proteína se fosforila. Las proteínas fosfatasas hidrolizan el resto fosfato de la proteína fosforilada utilizando agua para catalizar la reacción y liberar grupos fosfato libres (fig. 3.14). Tenga en cuenta que si este proceso no está regulado, se convierte en un ciclo "fútil" de hidrólisis de ATP. Por lo tanto, las reacciones de fosforilación y desfosforilación deben ser altamente específicas y estrictamente controladas, y la célula debe coordinar las actividades opuestas. Una forma principal de cambios

Figura 3.14 El ciclo de fosforilación de proteínas. La fosforilación es una modificación covalente reversible clave de la actividad enzimática. Las proteínas cinasas utilizan ATP para transferir un fosfato a la proteína, mientras que las proteínas fosfatasas son enzimas que eliminan los grupos fosfato. La adición o eliminación de fosfato cambia la actividad de la proteína, pero no se corresponde necesariamente con la activación o inhibición de la enzima.

Figura 3.14 El ciclo de fosforilación de proteínas. La fosforilación es una modificación covalente reversible clave de la actividad enzimática. Las proteínas cinasas utilizan ATP para transferir un fosfato a la proteína, mientras que las proteínas fosfatasas son enzimas que eliminan los grupos fosfato. La adición o eliminación de fosfato cambia la actividad de la proteína, pero no se corresponde necesariamente con la activación o inhibición de la enzima.

en el estado de fosforilación de las proteínas dentro de la célula surgen como respuesta a alguna señal extracelular, como la acción hormonal (véase el capítulo 4 sobre Señalización celular).

Un buen ejemplo de regulación coordinada de una vía es el control de la síntesis de glucógeno y su degradación. La glucógeno sintasa, como su nombre lo indica, sintetiza glucógeno a partir de glucosa y la glucógeno fosforilasa descompone el glucógeno en glucosa. La fosforilación de la glucógeno sintasa inactiva la enzima, mientras que la fosforilación de la glucógeno fosforilasa activa la enzima. La célula responde a la hormona epinefrina activando las proteínas quinasas que fosforilan ambas enzimas, mientras que la hormona insulina produce efectos opuestos sobre los estados de fosforilación de estas dos enzimas activando las fosfatasas (fig. 3.15).

La acción de estas hormonas está dirigida a diferentes quinasas y fosfatasas que son específicas para sus enzimas diana, glucógeno sintasa y glucógeno fosforilasa, en este ejemplo. Este es un tema común en la regulación de los procesos celulares en respuesta a cambios en el entorno externo. En el ejemplo anterior, este tipo de regulación coordinada de la actividad es crucial; de lo contrario, la actividad de la fosforilasa y la glucógeno sintasa se opondrán entre sí y no se producirá una síntesis neta de glucógeno o una degradación neta de glucógeno durante los períodos de exceso o deficiencia de glucosa, respectivamente. .

Figura 3.15 Regulación del glucógeno. La síntesis y la degradación del glucógeno están reguladas por las hormonas epinefrina e insulina. Cuando los niveles de glucosa son altos, el organismo responde liberando insulina que señala la activación de las enzimas responsables del almacenamiento de glucosa. La acción de la epinefirina se opone a la de la insulina y conduce a la activación de la fosforilasa y a la inhibición de la glucógeno sintasa.


Pasos involucrados en la glucogénesis

Existen 6 Los pasos principales están involucrados en la glucogenólisis:

Paso 1: fosforilación de glucosa

La glucosa se fosforila en glucosa-6-fosfato, una reacción que es común a la primera reacción en la vía de glucólisis de la glucosa.

Esta reacción es catalizada por Hexoquinasa en Músculo y Glucoquinasa en el hígado.

Glucosa + ATP - & gt Glucosa-6-P

(Enzima: Glucoquinasa o hexoquinasa)

Paso 2: conversión de Glc-6-P a Glc-1-P

La glucosa-6-P se convierte en Glc-1-fosfato en una reacción catalizada por la enzima "Fosfoglucomutasa”.

Glucosa-6-P + Enz-P & lt—> Glucosa-1,6-bis Fosfato + Enz & lt—> Glucosa-1-Fosfato + Enzima-P

(Enzima: Fosfoglucomutasa)

Paso 3: Conexión de UTP a Glc-1-P

La glucosa-1-P reacciona con el trifosfato de uridina (UTP) para formar el nucleótido activo difosfato de uridina glucosa (UDP-Glc). La reacción es catalizada por la enzima "UDPGlc Pirofosforilasa”.

UTP + Glucosa-1-P & lt— & gt UDPGlc + PPi

(Enzima: UDPGlc pirofosforilasa)

Paso 4: Fijación de UDP-Glc al cebador de glucógeno

Un pequeño fragmento de glucógeno preexistente debe actuar como "Cebador”(También llamado GLUCOGENINA) para iniciar la síntesis de glucógeno. La glicogenina puede aceptar glucosa de UDP-Glc.

El grupo hidroxilo del aminoácido tirosina de la glicogenina es el sitio en el que se une la unidad de glucosa inicial. la enzima iniciadora glucógeno sintasa transfiere la primera molécula de glucosa a glucogenina.

Luego, la propia glucogenina toma una cantidad de residuos de glucosa para formar un fragmento de cebador que sirve como aceptor para el resto de las moléculas de glucosa.

Paso 5: síntesis de glucógeno por glucógeno sintasa

Glucógeno sintasa, la enzima transfiere la glucosa de UDP-Glc al extremo no reductor del glucógeno para formar enlaces alfa 1,4.

La glucógeno sintasa cataliza la síntesis de una molécula lineal no ramificada con enlaces alfa-1,4-glicosídicos.

Paso 6: formación de ramas de glucógeno

En este paso, la formación de ramas se produce por la acción de una enzima de ramificación, a saber enzima de ramificación (amilo- [1- & gt4] - & gt [1- & gt6] -transglucosidasa).

Esta enzima transfiere un pequeño fragmento de cinco a ocho residuos de glucosa del extremo no reductor de la cadena de glucógeno. a otro residuo de glucosa donde está unido por el enlace alfa-1,6.

Conduce a la formación de un nuevo extremo no reductor, además del existente. La cadena de glucógeno se alargará y ramificará.

La reacción general de Glucogénesis,

(Glucosa) n + Glucosa + 2 ATP & # 8211 & gt (Glucosa) n + 1 + 2 ADP + Pi

Dos ATP las moléculas se utilizarán en este proceso. Se requiere uno para el fosforilación de glucosa y el otro es necesario para la conversión de UDP a UTP.


Discusión

La regulación coordinada de la glucogenólisis y la glucogénesis en el hígado y el músculo esquelético depende de una red de enzimas que interactúan y efectores que determinan la activación fraccionada de GP y GS [3-6,9-12]. En el presente trabajo, las cascadas involucradas en la regulación de la síntesis y degradación del glucógeno se analizaron en estado estacionario para obtener una idea del principio de diseño inherente de las cascadas reguladoras que existen en el músculo y el hígado. Usando datos experimentales de la literatura para la tasa y las constantes de Michaelis-Menten, los resultados de la simulación revelaron que, en el músculo, la respuesta de GP a la entrada de cAMP es más altamente sensible (

6.5), mientras que en el hígado, las sensibilidades GS a la glucosa (

6,8) son altos en comparación con los de GP (

3.2 para cAMP). El análisis de sensibilidad indicó que este rendimiento diferencial de GS y GP en hígado y músculo se debe a la presencia de un diseño regulador distintivo y no a la selección de un conjunto de parámetros en particular. El inhibidor 1 activado por CAPK inhibe la PP1, que es una enzima desfosforilante importante en el músculo, mientras que la GP-a inhibe la fosfatasa GS en el hígado, lo que representa este diseño distintivo. Los resultados de la simulación indican que la sensibilidad de respuesta de GS con respecto a la glucosa y el cAMP depende en gran medida de la concentración de GP en el hígado. De manera similar, las sensibilidades de las respuestas de PK, GP y GS dependen de la concentración de inhibidor-1 en el músculo. La respuesta ultrasensible de estas enzimas puede atribuirse a los mecanismos conocidos a nivel del sistema, a saber, ultrasensibilidad multietapa debida al cAMP, ultrasensibilidad del inhibidor debida al inhibidor de la fosfatasa y efectos de orden cero debidos a la relación piramidal en las concentraciones de componentes enzimáticos. Sin embargo, la importancia de esta respuesta similar a un interruptor de la GP en el músculo y la GS en el hígado no está clara. Se puede argumentar que la degradación del glucógeno en el músculo tiene que ser sensible al AMPc del segundo mensajero para cumplir con el requerimiento urgente de glucosa durante el ejercicio o la respuesta de lucha y huida. De manera similar, la síntesis de glucógeno en el hígado tiene que ser sensible a la concentración de glucosa en sangre, de modo que GS pueda comenzar a sintetizar glucógeno siempre que la concentración de glucosa en sangre aumente más allá de un nivel tóxico.

En el músculo, la respuesta ultrasensible de GP puede atribuirse directamente a la presencia de efectos de orden cero (concentración de GP aproximadamente

70 & # x003bcM) y agravada por la ultrasensibilidad del inhibidor impartida por el inhibidor-1. Este efecto directo no se observa en GS debido a sus efectos mínimos de orden cero (concentración de GS aproximadamente

3 & # x003bcMETRO). El estímulo primario, cAMP, no solo aumenta la fosforilación de PK, GP y GS, sino que también disminuye indirectamente su desfosforilación a través del inhibidor-1. En el hígado, la respuesta ultrasensible de GS puede atribuirse principalmente a la ultrasensibilidad del inhibidor causada por GP en el ciclo de modificación de GS. En este caso, el efecto de orden cero reside realmente en la cascada GP, que lo transmite al ciclo GS inhibiendo la reacción de desfosforilación. Además, el efecto estimulante de la glucosa sobre la desfosforilación de GP-a, el efecto inhibidor de la glucosa-6-fosfato sobre la fosforilación de GP-B y GS-ay la estimulación de la desfosforilación de GS por glucosa-6-fosfato, mejoran la sensibilidad de GS. Por tanto, la ultrasensibilidad de GS en el hígado es provocada por la acción combinada de los efectos de múltiples pasos del cAMP, la inhibición de GS fosfatasa por GP activo y la influencia de la concentración de glucosa y glucosa-6-fosfato.

Es de destacar que la activación y desactivación simultáneas de GP y GS, respectivamente, en el músculo y el hígado, da como resultado una regulación recíproca de estas enzimas por el estímulo primario. Esta regulación recíproca, aunque idéntica en todos los tejidos, todavía imparte una estrategia adaptativa distintiva en diferentes tipos de células debido a diferencias sutiles en la red. Por ejemplo, la inhibición de GS fosfatasa por GP en el hígado puede comprometer la regulación recíproca en ausencia de glucógeno hepático (es decir, estado de hambre), mientras que en el músculo la regulación recíproca no puede verse comprometida debido a un inhibidor-1 independiente. Nuestra simulación del sistema de cascada de glucógeno en condiciones de hambre demuestra que la sensibilidad de GS se reduce debido a la reducción en la ultrasensibilidad del inhibidor causada por GP. Se desconoce el porcentaje de reducción en la inhibición de GS fosfatasa. Es posible que cuando el hígado atraviesa una transición del estado de inanición al estado alimentado, la fosfatasa GS puede experimentar diversos grados de inhibición por la GP. Esto da como resultado un cambio de un ciclo altamente inútil sin inhibición a una regulación recíproca en el estado alimentado. Esto hace que GS esté siempre activo, mientras que GP está activo solo en el estado de inanición en presencia de glucosa alta (ver Fig. & # X200B Fig.5 5).

Hallenbeck y Walsh [40] observaron que, si se tiene en cuenta la cantidad de fosforilasa secuestrada en el compartimento de partículas de glucógeno del músculo de conejo, la concentración local de GP puede ser muy alta (hasta 2 & # x020135 mM). Además, se sabe que la interacción de GP con la partícula de glucógeno reduce las constantes de Michaelis-Menten de PK y PP1, lo que mejora aún más los efectos de orden cero [29, 25]. Teniendo en cuenta estas observaciones, Meinke y Edstrom [25] estimaron un coeficiente de Hill aparente de 51 para la activación de la fosforilasa 3,5 mM. Los resultados de nuestra simulación muestran que a 3,5 mM de fosforilasa, el sistema en realidad puede mostrar una respuesta altamente ultrasensible con un coeficiente de Hill aparente tan alto como 200 (resultados no mostrados). Este valor aparente del coeficiente de Hill es mucho más alto que cualquier sistema ultrasensible conocido o cualquiera de las enzimas cooperativas. Aunque la utilidad de una respuesta tan sensible en vivo No está claro en la actualidad, varias observaciones indican que el sistema de cascada de múltiples enzimas tiene el potencial de exhibir una mayor sensibilidad.

Se sabe que la señalización por hormonas como el glucagón y la epinefrina provoca respuestas en una fracción de segundo, incorporando la amplificación de la señal de entrada y una mayor sensibilidad a los efectores alostéricos [2, 3, 27, 41]. También se ha demostrado, en la contracción del músculo en reposo, que GP-B se convierte a GP-a dentro de un segundo seguido por el inicio inmediato de la glucogenólisis [3]. Se sabe que estas respuestas rápidas y sensibles son el comportamiento característico de las cascadas de enzimas con un aumento progresivo de la concentración de enzimas en la cascada [2]. Este efecto también puede producirse por la acción opuesta del mismo efector sobre las enzimas modificadoras y demodificadoras [18] y la presencia de un inhibidor estequiométrico [20]. Parece que los sistemas vivos usan estos mecanismos reguladores ultrasensibles para coordinar múltiples señales de entrada, muestran respuestas variadas a diferentes señales, exhiben respuestas rápidas a una concentración de estímulo invariablemente baja [2, 3, 27] y, lo más importante, usan una cantidad insignificante de energía celular. [42,43].

La cuantificación teórica de un sistema regulador, como se presenta aquí, revela conocimientos sobre las propiedades a nivel del sistema. La ultrasensibilidad, la amplificación de la señal, la flexibilidad en el funcionamiento y la integración de la señal son propiedades a nivel del sistema y no son evidentes en los componentes aislados. Estas propiedades se pueden estudiar conectando diferentes unidades funcionales y definiendo la relación cuantitativa entre los diferentes componentes de un sistema. Los resultados de nuestra simulación revelaron que las respuestas de tipo interruptor de GP y GS en el hígado y el músculo son comparables con las de la cascada MAPK en Xenopus ovocitos [21]. A nivel metabólico, GP y GS también están regulados por los niveles de calcio y bucles de retroalimentación constituidos por efectores como ATP, AMP, cAMP, glucosa y glucógeno [3-6,9-12]. Además, se sabe que GS y PK tienen múltiples sitios de fosforilación [5, 9]. Las redes reguladoras compuestas por múltiples bucles de retroalimentación y múltiples ciclos de fosforilación, como se ve en la activación del factor promotor de la maduración y la cascada de MAP quinasa durante la maduración de los ovocitos [44,45], pueden producir múltiples respuestas en estado estacionario. Aunque no hemos incorporado la red reguladora general, nuestro análisis sugiere que la sensibilidad mejorada observada en el sistema de cascada de glucógeno puede actuar como una presión selectiva en la evolución favoreciendo las estrategias adaptativas específicas de tejido y los módulos reguladores compartimentales.


Introducción

La hipoxia es un regulador fuerte y generalmente positivo de la expresión génica (D'Angio y Finkelstein, 2000 Prabhakar, 2001 Semenza, 2001). Esto puede ser el resultado de presiones de selección que operaron durante millones de años para conservar las funciones biológicas esenciales que se adquirieron durante la evolución anaeróbica. La vida evolucionó en la tierra en condiciones anaeróbicas durante aproximadamente 2 mil millones de años, cerca de la mitad del período total de evolución biológica (Barnabas et al., 1982 Papagiannis, 1984). Por lo tanto, las características fundamentales de la biología y la genética, incluida la síntesis de ADN, la transcripción, la traducción y su regulación, se establecieron en condiciones estrictamente anaeróbicas, y tal vez como consecuencia tengan un requisito absoluto de un entorno reductor para funcionar (Segerer et al., 1985). Asimismo, se puede esperar que ciertas actividades biológicas, vías y procesos reguladores funcionen preferentemente en condiciones de hipoxia. Esto puede ser particularmente cierto para las vías bioenergéticas anaeróbicas, incluida la glucólisis, que se establecieron como los primeros generadores de energía y finalmente se integraron con las vías oxidativas. La supresión del metabolismo oxidativo en condiciones de hipoxia severa reduce el estrés oxidativo, disminuye los niveles de antioxidantes y simula el ambiente reductor primordial, incluso sin antioxidantes moleculares (Webster et al., 2001). Al menos ocho de los doce genes enzimáticos glicolíticos funcionalmente distintos son inducidos coordinadamente por hipoxia en células de mamíferos (Webster, 1987 Webster et al., 1990 Webster y Murphy, 1988). La regulación involucra contribuciones de al menos cuatro vías moleculares separadas, algunas de las cuales pueden haberse conservado a lo largo de 4 mil millones de años de evolución, que se remontan al origen de la vida. Una pregunta intrigante que se abordará en esta revisión es si la inducción de genes mediada por hipoxia implica la activación de factores ancestrales de acción positiva, la represión de factores negativos inducidos por oxígeno o combinaciones de estos. La regulación molecular de la glucólisis al nivel de la actividad enzimática se ha revisado extensamente en otro lugar y no se abordará aquí (para revisiones, ver Hofer, 1996 Hardie, 2000 Romano et al., 1996 Siebers et al., 1998).

Regulación del oxígeno de la glucólisis.

La Fig. 1A muestra la ruta glucolítica, donde 12 enzimas catalizan la fermentación anaeróbica de glucógeno a ácido láctico, generando 3 moles de ATP por unidad de glucosilo. El proceso es un orden de magnitud menos eficiente que el metabolismo oxidativo, donde se generan 32 moles de ATP por 2 o 3 moles de glucosa, dependiendo de si el sustrato es glucosa o glucógeno. El esquema muestra los puntos de entrada y salida de la vía. Existen numerosos moduladores moleculares del flujo glucolítico, el más famoso de los cuales fue descubierto en 1860 por Louis Pasteur (Pasteur, 1861). Pasteur demostró que el oxígeno inhibe la fermentación y que el consumo de glucosa es inversamente proporcional a la disponibilidad de oxígeno, es decir, que la vía glucolítica está regulada positivamente por la hipoxia. Pasteur recibió un amplio reconocimiento por esta asombrosa observación que se conoció universalmente como el "Efecto Pasteur". En 1987, nuestro laboratorio informó las observaciones que se muestran en la Fig. 1B (Webster, 1987). Teorizamos que dado que el oxígeno es un regulador antiguo y potente del flujo glucolítico, también podría ser un regulador de la expresión génica de la enzima glucolítica. Aislamos y clonamos ADNc de roedor para seis enzimas glicolíticas (indicadas con asteriscos en la Fig. 1A), y las usamos para medir las tasas de transcripción de los genes en células musculares expuestas a hipoxia. La figura 1B muestra una combinación de la transcripción de seis ADNc de enzimas glucolíticas en comparación con la del citocromo mitocondrial. C. La hipoxia crónica provocó una activación significativa y coordinada de la transcripción de estos genes.

Composición y regulación de la vía glucolítica en animales superiores. (A) Vía lineal de enzimas glucolíticas que muestra la entrada de sustrato y los sitios de utilización y generación de ATP. (B) Inducción de niveles de ARNm de la enzima glucolítica por hipoxia. Los miocitos esqueléticos se expusieron a hipoxia y se midieron los niveles de transcripción de ARNm en los puntos de tiempo indicados mediante la técnica de ejecución nuclear, descrita en Webster (1987). La figura es una combinación de seis transcripciones de genes de enzimas glucolíticas que utilizan ADNc para las enzimas indicadas por los asteriscos en A.

Composición y regulación de la vía glucolítica en animales superiores. (A) Vía lineal de enzimas glucolíticas que muestra la entrada de sustrato y los sitios de utilización y generación de ATP. (B) Inducción de niveles de ARNm de la enzima glucolítica por hipoxia. Los miocitos esqueléticos se expusieron a hipoxia y se midieron los niveles de transcripción de ARNm en los puntos de tiempo indicados mediante la técnica de ejecución nuclear, descrita en Webster (1987). La figura es una combinación de seis transcripciones de genes de enzimas glucolíticas que utilizan ADNc para las enzimas indicadas por los asteriscos en A.

Conservación de genes de enzimas glucolíticas

Los 12 genes de enzimas glicolíticas de mamíferos están genéticamente desvinculados y dispersos alrededor del genoma, principalmente en diferentes cromosomas (Webster y Murphy, 1988). Estos son algunos de los genes y proteínas más antiguos y altamente conservados que se conocen, con una fuerte conservación tanto de las secuencias de péptidos como de ADN incluso entre mamíferos superiores y bacterias (Lonberg y Gilbert, 1985 Peak et al., 1994 Poorman et al., 1984) . La Fig. 2 muestra una transferencia Southern que ilustra la notable conservación de piruvato quinasa (PK) y lactato deshidrogenasa (LDH) con una fuerte homología cruzada de fragmentos de ADN entre levadura y ADN humano. Las enzimas glicolíticas probablemente estuvieron entre las primeras vías enzimáticas que aparecieron, permitiendo a los organismos primitivos utilizar carbohidratos simples como reservas de energía y liberar energía al acoplar la degradación a fosfatos de alta energía (Fothergill-Gilmore y Michels, 1993 Romano y Conway, 1996). . Aunque los aspectos estructurales y funcionales de los genes y proteínas de las enzimas glucolíticas se han conservado en gran medida, no está claro cómo evolucionaron los mecanismos reguladores de genes o cómo la vía estableció una respuesta coordinada de genes ampliamente dispersos a la tensión del oxígeno. La Fig. 2 también ilustra una segunda característica intrigante de los genes de la enzima glucolítica, a saber, una acumulación aparentemente selectiva de pseudogenes en roedores, particularmente ratones y ratas. Esto se refleja en el aumento espectacular del número de bandas de hibridación en estas especies, y fue descrito por primera vez por Piechaczyk para el gen GAPDH (Piechaczyk et al., 1984). Nuestros resultados demuestran un mayor número de pseudogenes de PK y LDH (Fig.2), así como GAPDH, aldolasa, triosefosfato isomerasa, fosfoglicerato quinasa y enolasa (no mostrado), y sugieren que el efecto puede ser común a toda la vía de genes . No sabemos por qué ni cómo ocurrió esto.

Southern blots que ilustran una fuerte conservación de las secuencias de genes de enzimas glucolíticas en todas las especies. Se lisaron células o tejidos de los organismos indicados y se extrajo el ADN genómico mediante técnicas estándar (Webster, 1987 Webster et al., 1990 Lonberg y Gilbert, 1985). El ADN se digirió con enzima de restricción. EcoRI, se separó en geles de agarosa y se transfirió a nitrocelulosa. Las membranas se sondaron con 32 P-cDNA que codifican piruvato quinasa (PK) y lactato deshidrogenasa (LDH) como se describe en Webster (1987). Las flechas indican fragmentos de ADN conservados. Nótese el mayor número de bandas de hibridación para ambos genes en roedores (bloques indicados por barras verticales) que probablemente representan un mayor número de pseudogenes en estas especies (ver texto).

Southern blots que ilustran una fuerte conservación de las secuencias de genes de enzimas glucolíticas en todas las especies. Se lisaron células o tejidos de los organismos indicados y se extrajo el ADN genómico mediante técnicas estándar (Webster, 1987 Webster et al., 1990 Lonberg y Gilbert, 1985). El ADN se digirió con enzima de restricción. EcoRI, se separó en geles de agarosa y se transfirió a nitrocelulosa. Las membranas se sondaron con 32 P-cDNA que codifican piruvato quinasa (PK) y lactato deshidrogenasa (LDH) como se describe en Webster (1987). Las flechas indican fragmentos de ADN conservados. Nótese el mayor número de bandas de hibridación para ambos genes en roedores (bloques indicados por barras verticales) que probablemente representan un mayor número de pseudogenes en estas especies (ver texto).

Precámbrico: genes glicolíticos bacterianos

El gráfico de la Fig. 3 muestra secciones de tiempo que se remontan a cuando apareció la vida por primera vez en la Tierra. Este período temprano se conoce como Precámbrico y se divide en Hadeano, Arcaico, Paleoproterozoico, Mesoproterozoico y Neoproterozoico. Los fósiles más antiguos incluyen bacterias y otros microorganismos que datan de hace unos 3.800 millones de años (BYA). Las enzimas glicolíticas son evidentes en el período Arcaico, 2 BY antes de las primeras especies que requieren oxígeno y casi 4 BY antes de las vías actuales (Gebbia et al., 1997 Kelly y Adams, 1994 Peak et al., 1994). Las tendencias cualitativas en la cantidad de biomasa global se proyectan en la Fig. 3B. La adquisición de metanogénesis por Archaebacteria probablemente apoyó una expansión temprana de formas de vida (DeLong et al., 1994 Koch, 1998 O'Callaghan y Conrad, 1992 Papagiannis, 1984 Reeve, 1992), y la biomasa probablemente aumentó significativamente antes de la inmersión y la subsiguiente expansión masiva. del período Cámbrico. La selección natural trabajando en la expansión de la biomasa produjo niveles cada vez más altos de sofisticación biológica y diversidad dentro de los reinos anaeróbicos. De hecho, los estudios moleculares de especies bacterianas existentes como las Archaebacteria y las bacterias de azufre termófilas indican patrones complejos de expresión génica bajo anoxia, incluida la regulación de la expresión genética bioenergética por azufre y fósforo elementales (Brunner et al., 1998 Fardeau et al., 1996 Friedrich, 1998 Janssen y Morgan, 1992 Kelly y Adams, 1994 Ma et al., 1995 Segerer et al., 1985). Existe un paralelo intrigante entre la regulación del azufre de las vías bioenergéticas en los microorganismos de la era arcaica y la regulación del oxígeno en eucariotas. El oxígeno reemplazó al azufre como aceptor de electrones terminal del catabolismo de los carbohidratos y, al mismo tiempo, puede haber parasitado algunas características moleculares de la regulación durante miles de millones de años. Se han conservado y elaborado numerosos aspectos de las arqueobacterias y los mecanismos reguladores de genes bacterianos en animales superiores, mientras que otros, incluido el operón bacteriano, han sido reemplazados en gran medida. El reordenamiento de los operones primitivos del gen de la enzima glicolítica procariota en genes no ligados en los cromosomas eucariotas requiere la segregación, multiplicación y / o inserción paralela de elementos reguladores con trans-factores proteicos que actúan para permitir la función coordinada de la ruta (Alefounder y Perham, 1989 Barnell et al., 1990 Gebbia et al., 1997).

Hitos en la evolución. (A) Períodos paleontológicos de la era Precámbrica. (B) Estimaciones de la biomasa terrestre total en función del tiempo. El gráfico es solo una representación cualitativa porque no es posible establecer o extrapolar niveles precisos de biomasa precámbrica a partir de registros paleontológicos (Kelly y Adams, 1994 Papagiannis, 1984 DeLong et al., 1994 Koch, 1998 O'Callaghan y Conrad, 1992 Reeve , 1992). BYA, hace miles de millones de años, Ph indica el inicio del mayor aumento de la fotosíntesis por parte de las cianobacterias.

Hitos en la evolución. (A) Períodos paleontológicos de la era Precámbrica. (B) Estimaciones de la biomasa terrestre total en función del tiempo. El gráfico es solo una representación cualitativa porque no es posible establecer o extrapolar niveles precisos de biomasa precámbrica a partir de registros paleontológicos (Kelly y Adams, 1994 Papagiannis, 1984 DeLong et al., 1994 Koch, 1998 O'Callaghan y Conrad, 1992 Reeve , 1992). BYA, hace miles de millones de años, Ph indica el inicio del mayor aumento de la fotosíntesis por parte de las cianobacterias.

El período Arcaico se caracteriza por lo que sería una atmósfera extremadamente tóxica para las formas de vida actuales, con metano, nitrógeno y amoníaco como componentes principales (Kasting, 1993 Papagiannis, 1984). La figura 4A ilustra una costa arcaica 3,5 BYA. Los montículos en primer plano son estromatolitos, múltiples capas de colonias microbianas calcificadas, principalmente bacterias y hongos, que se remontan casi al comienzo de la vida (Papagiannis, 1984 Reid et al., 2000). Estas estructuras forman el mejor registro de Arcaico y del período Proterozoico temprano, conocido como el tercer dominio de la vida (Koch, 1998). Los campos de estromatolitos todavía se pueden encontrar en partes de Sudáfrica y Australia Occidental. Fueron comunes durante los períodos Precámbricos hasta aproximadamente 1.0 BYA, cuando los depredadores herbívoros probablemente aparecieron significativamente en su declive. La Fig. 4B muestra un fragmento de fósil de estroma de la formación Bitter Springs de Australia central, fechado en 0.85 BYA. These fossils are known as carbon films, dark compressions in the rock revealing the outlines of ancient species in the forms of spheres, circles, ribbons and leaf-like structures. The diversity represents more than 2 BY of anaerobic evolution generating complex phyla of obligate microbial anaerobes, including Archaebacteria,cyanobacteria and possibly unicellular flagellates. Studies on present day descendants of these microorganisms, in particular the obligate anaerobic hyperthermophilic Archaea, indicate that they have complex systems of bioenergetic pathways (Fardeau et al.,1996 Janssen and Morgan,1992 Kelly and Adams,1994 Ma et al.,1995). Thermoproteus tenax is an obligate anaerobic hyperthermophile and a descendent of one of the earliest Archea dating back to 3-4 BYA.

The Archean Age. (A) Stromatolite field as it may have looked 3.5 BYA (see text for details). (B) Stromatolite fossil the arrows indicate `carbon films'where microscopic details reveal microbial fossils dating back to the earliest life forms on earth. (From the University of California at Berkeley Paleontological Museum with permission).

The Archean Age. (A) Stromatolite field as it may have looked 3.5 BYA (see text for details). (B) Stromatolite fossil the arrows indicate `carbon films'where microscopic details reveal microbial fossils dating back to the earliest life forms on earth. (From the University of California at Berkeley Paleontological Museum with permission).

The first glycolytic enzymes in the Archean period probably contributed mainly anabolic, gluconeogenic functions(Conway, 1992 Romano and Conway, 1996 Selig et al., 1997), with catabolic functions being acquired subsequently as kinases appeared to use ATP, ADP or pyrophosphate as phosphate shuttles(Romano and Conway, 1996). There are some unique characteristics of Archean era glycolysis for example catalysis of reactions by the enzymes glucokinase and phosphofructokinase(PFK) in T. tenax is dependent on ADP and pyrophosphate as cofactors. This allows these key steps to be functionally reversible, permitting gluconeogenesis as well as glycolysis, a feature not possible in the later bacterial and eukaryotic pathways(Mertens, 1991 Siebers et al., 1998 van der Oost et al., 1998). There is evidence for both divergent and convergent evolution of glycolytic genes, but not divergence from a single multifunctional glycolytic protein or gene cluster (Barnell et al.,1990 Fothergill-Gilmore,1986 Fothergill-Gilmore and Michels, 1993 Rossman,1981). Sequence and crystallographic data favor the divergent evolution of for example monophosphoglycerate mutase and diphosphoglycerate mutase, and possibly glyceraldehyde-3-P dehydrogenase and phosphoglycerate kinase from respective common ancestors, but convergence appears to have played a greater role in the development of all of the other 11 enzymes(Fothergill-Gilmore, 1986 Fothergill-Gilmore and Watson,1989). For example, there is no evidence of a common ancestor for any of the four glycolytic kinases or of the seven enzymes that bind nucleotides, with the exception of those mentioned above. Rather, it seems likely that the pathway resulted from the chance assembly of independently evolving enzymes and genes, probably in association with the co-evolution of other functions and linked pathways.

Substrate regulation by operons in bacteria

Many functionally related bacterial genes are organized into physical operons that are regulated by a master operator element, usually positioned at the 5′ end of the operon, which regulates the transcriptional rate of all genes in the operon (Alefounder and Perham, 1989 Barnell et al.,1990 Hannaert et al.,2000 Liaud et al.,2000 Unkles et al.,1997). Evidence for glycolytic enzyme gene operons include linked pyruvate kinase and PFK genes in Clostridium acetobutylicum(Belouski et al., 1998)clustered genes for phosphoglycerate kinase (PGK), triosephosphate isomerase(TPI), phosphoglycerate mutase and enolase in Baccilus subtilis(Leyva-Vazquez and Setlow,1994) linkage of GAPDH, PGK and TPI in Borrelia megaterium,Borrelia bungorferi y Borrelia hermsii(Gebbia et al., 1997 Schlapfer and Zuber, 1992)clustering of fructose 1,6-biphosphate aldolase, 3-phosphoglycerate kinase and GAPDH in E. coli (Alefounder and Perham 1989), and clustering of the glucose-6 dehydrogenase,6-phosphogluconate dehydratase and glucokinase genes with a putative glucose transporter in Zymomonas mobilis(Barnell et al., 1990). These glycolytic enzyme gene operons may be regulated independently of each other or globally. In the latter condition the multiple operons behave as a unit,termed a modulon, which is coordinately regulated by one or more wide-ranging master regulatory proteins. The best example of modulon regulation is through the cAMP receptor protein (CRP) or catabolite gene activator protein (CAP), which can activate or repress numerous regulons in response to substrate availability (Bledig et al., 1996 Kumari et al.,2000 Luesink et al.,1998 Tobisch et al.,1999). Because substrate fluctuation was the principal selection pressure for evolving Archean microorganisms, modulons became the principal mechanism for the coordinated regulation of all genes involved in carbohydrate metabolism, including glycolytic enzymes. However even in early Moneras there is evidence for fine tuning in the form of functional segregation and preferential targeting of specific genes, in particular those destined to become the `key regulatory enzymes'. Por ejemplo, en E. coli an operon containing phosphofructokinase, pyruvate kinase and l -lactate dehydrogenase, all `key enzymes', is selectively regulated through a 5′ cAMP response element that binds the positive factor CcpA. Levels of CcpA in turn are determined by substrate availability(glucose, galactose, fructose) (Luesink et al., 1998 Tobisch et al.,1999). The grouping of PFK and PK is clearly significant because the operon components tend to favor contiguous functions within the glycolytic pathway.

Oxygen regulation in prokaryotes

Oxygen exerted massive selection pressures on prokaryotes and engineered cooperativity between energy storing and releasing pathways, including substrate-level phosphorylation and electron transport by dedicated carriers including cytochromes. The oxygen-regulated switching in bacteria (and possibly archaebacteria Chistoserdova et al., 1988 Iwasaki et al.,1995 Segerer et al.,1985) includes the activation and/or repression of key enzyme genes and operons involved in oxidative metabolism and glycolysis. This includes positive and negative factors regulated by oxygen tension or redox potential and involves contributions from at least three major regulatory pathways. These include the Arc and FNR systems, which regulate gene expression pre-transcriptionally in response to the redox state of the environment, and the CsrA-CsrB system, which differentially regulates the expression of glycogen synthesis, gluconeogenesis and glycolytic genes by conditionally regulating RNA stability. The latter regulation has been recently reviewed and will not be discussed here(Bunn and Poyton, 1996) we will briefly consider the oxygen-regulated Arc and FNR systems because they may be the precursors of eukaryotic glycolytic enzyme gene regulation by hypoxia.

The Arc system is involved in the repression of aerobic functions under anaerobic conditions. Arc A represses the expression of the succinate dehydrogenase, citric acid cycle and glyoxylate cycle enzyme genes, and activates cytochrome D oxidase under hypoxic conditions, thereby shutting off the succinate dehydrogenase-cytochrome oxidase pathway and activating electron transport through the D-cytochrome, which has a higher affinity for oxygen (Parkinson and Kofoid, 1992). The mechanism is a classical two-component signal-transducing system, involving a membrane-bound redox sensor and protein kinase (ArcB) and a cytoplasmic regulator (ArcA) with a DNA-binding domain(see Fig. 5). Signals from the electron transport chain (probably the redox state of heme or other iron-containing component) activate ArcB, which transmits the signal to ArcA and initiates the cascade of gene regulation. The FNR system is also involved in the anaerobic activation and repression of a wide variety of metabolic enzymes by a mechanism that parallels that of the CAP system(Chang and Meyerowitz, 1994 Parkinson and Kofoid, 1992). Expression of more than ten enzymes involved in anaerobic energy metabolism,including fumarate reductase and glycerol-3-phosphate dehydrogenase, is induced when the FNR system is activated(Spiro and Guest, 1991). Activation is believed to involve a redox switch within the FNR protein involving cysteine-bound metal ions. A conformational change of the protein creates an active DNA binding site that promotes transcription. The target sequence for activated FNR usually resides about 40 bp upstream of the transcriptional initiation site and includes the consensus sequence nTTGATnnnnATCAAn, which is a typical binding site for dimer-DNA-binding proteins containing helix-turn-helix motifs(Kiley and Reznikoff, 1991). This is significant because it may be the first example of a positive-acting transcription factor with helix-turn-helix motifs that is activated by hypoxia and involved in the coordinate regulation of genes that ultimately determine glycolytic functions. Conformational regulation by reversible binding of metals to cysteine sites is reminiscent of the redox responses of zinc finger transcription regulators, the most common regulators of gene expression in eukaryotes (Webster et al.,2001). Redox-dependent conformational changes also contribute to the transcriptional activation of mammalian glycolytic enzyme genes by specific helix-turn-helix factors (see below).

Regulation of gene expression by redox-sensitive Arc and Fnr pathways. Under aerobic conditions, ArcB and ArcA are sequentially activated by phosphorylation. ArcA negatively regulates the transcription of the cyoABCDE operon, which encodes cytochrome bo oxidase (high Vmax, low oxygen affinity) and positively regulates cydAB encoding cytochrome bd oxidase (low Vmax, high oxygen affinity). Fnr is inactive under aerobic conditions, but at low oxygen it undergoes a conformational change, probably mediated by reduction of ferric to ferrous iron at an iron-sulphur center. Conformationally activated Fnr binds DNA at sites with the inverted repeat sequences TTGAT —— ATCAA. Fnr binding represses cyoABCDE and cydAB operons and induces transcription from the operons dmsABC (dimethyl sulfoxide/trimethylamine-norte-oxide reductase), frdABCD (fumarate reductase), and narGHJI(nitrate reductase). Cross-talk between the two pathways at cyoABCDE and cydAB is indicated by the broken arrow. Under microaerophilic conditions as oxygen becomes limiting, cydAB is optimally active and ArcA may successfully compete Fnr to activate the regulator under these conditions (Bunn and Poyton,1996).

Regulation of gene expression by redox-sensitive Arc and Fnr pathways. Under aerobic conditions, ArcB and ArcA are sequentially activated by phosphorylation. ArcA negatively regulates the transcription of the cyoABCDE operon, which encodes cytochrome bo oxidase (high Vmax, low oxygen affinity) and positively regulates cydAB encoding cytochrome bd oxidase (low Vmax, high oxygen affinity). Fnr is inactive under aerobic conditions, but at low oxygen it undergoes a conformational change, probably mediated by reduction of ferric to ferrous iron at an iron-sulphur center. Conformationally activated Fnr binds DNA at sites with the inverted repeat sequences TTGAT —— ATCAA. Fnr binding represses cyoABCDE and cydAB operons and induces transcription from the operons dmsABC (dimethyl sulfoxide/trimethylamine-norte-oxide reductase), frdABCD (fumarate reductase), and narGHJI(nitrate reductase). Cross-talk between the two pathways at cyoABCDE and cydAB is indicated by the broken arrow. Under microaerophilic conditions as oxygen becomes limiting, cydAB is optimally active and ArcA may successfully compete Fnr to activate the regulator under these conditions (Bunn and Poyton,1996).

Notably, none of the aerobic/anaerobic regulatory systems described above directly regulate glycolytic enzyme genes, although cross talk between the Arc, FNR and CcpA networks causes changes in the transcription rates of glycolytic enzyme operons in response to carbohydrate. The absence of a direct regulation of glycolytic enzyme gene transcription (by substrates, alternative pathways such as sulfur, or oxygen) in the Archean era and subsequently in bacteria would be predicted if such regulation was acquired during the selection and gene shuffling that accompanied the transition to oxidative metabolism. The establishment of direct oxygen regulation of glycolytic enzyme genes may in fact have paralleled mitochondrial symbiosis and the establishment of compartmented energy pathways. Photosynthetic cyanobacteria underwent a major expansion 1.5 BYA, producing >1000 different variants and initiating a rapid increase of atmospheric oxygen(Kasting, 1993 Reid et al., 2000). Atmospheric oxygen during the Archean period was less than 1% of the current level, but by about 1.8 BYA it was 15%, and probably increased to the current level by 0.5 BYA. This accumulated oxygen had a major impact on life. It has been estimated that as much as 99% of the existing anaerobic life forms were extinguished by the toxic byproducts of reactive oxygen (Cannio, 2000). Oxygen allowed the rapid diversification and expansion of survivors because of the increased energy made available from oxidative metabolism. The main expansion occurred within the eukaryotic kingdom, stimulated by the high energy-producing potential of mitochondria. Mitochondria contributed a highly efficient energy production system that was partially insulated from other cellular functions. Metabolic and gene regulatory pathways, including responses to hypoxia, arose in parallel to coordinate mitochondrial and glycolytic function (Webster et al.,1990).

Eukaryotic glycolytic genes

The archeological period known as the `Vendian' is thought to include the earliest species that survived the oxygen explosion(Li et al., 1998 Rasmussen et al., 2002 Seilacher et al., 1998). Organisms within this period bridge the gap between the late Precambrian and early Cambrian periods and represent the ancestors of most if not all eukaryotes. Rich deposits of Vendian fossils have been discovered in three major locations: the Ediacara Hills in Southeast Australia, the Russian Winter coast, and Misty Point in Newfoundland, Canada. Examples of these fossils are shown in Fig. 6. Vendian life forms representing the transition to eukaryotic organisms include sponges,hydra, filamentous algae and fungi. Estimates of the start of the Vendian period vary from about 0.8 to more than 1 BYA. Yeasts belong to the Fungi, and are all facultative anaerobes capable of growth with or without functional mitochondria (Ferguson and von Borstel.,1992).


Steps of glycogenolysis

Glycogenolysis begins by the action of glucógeno fosforilasa (EC 2.4.1.1), a homodimer that for its activity requires the presence of pyridoxal-5-phosphate, a derivative of pyridoxine or vitamin B6. The enzyme catalyzes the phosphorolytic cleavage of α-(1,4) glycosidic bond, releasing glucose molecules one at a time from the non-reducing ends, that is, the ends with a free 4’-OH group, of the external branches. This reaction, which does not consume ATP but an orthophosphate, yields glucose 1-phosphate.

Glucógeno(n glucose residues) + PI → Glucose 1-Phosphate + Glycogen(n-1 glucose residues)

Note: in the small intestine, pancreatic α-amylase (EC 3.2.1.1) catalyzes the hydrolytic cleavage of the α-(1,4) glycosidic bonds of the starch, and yields glucose molecules.

En vivo, glycogen phosphorylase catalyzes an irreversible phosphorolysis, a particularly advantageous reaction for skeletal muscle and heart (see below). The irreversibility of the reaction is ensured by the ratio [PI]/[glucose 1-phosphate], which is usually greater than 100. Conversely, the reaction is easily reversible in vitro.
Glycogen phosphorylase acts repetitively on the non-reducing ends of branches, coming to a halt when the glucose unit that is 4 residues away from the branch point is reached: this is the outer limit of the limit dextrin. At this point, two enzymatic activities, present on the same polypeptide chain, complete glycogen breakdown: the α-(1,4)-glucan-6-glycosyltransferase (EC 2.4.1.24) and the amylo-α-(1,6)-glucosidase or debranching enzyme (EC 3.2.1.33). The first enzymatic activity transfers three of the remaining four glucose units from the branch to the non-reducing end of another branch, leaving in the first chain only a single glucose unit, that is attached to the chain by an α-(1,6)-glycosidic bond. The second enzymatic activity hydrolyzes this α-(1,6)-glycosidic bond, releasing glucose and an unbranched chain of α-(1,4)-linked glucose units.
Without the branch, glycogen phosphorylase can continue to remove glucose units until it reaches the next limit dextrin.

Therefore, the products of the reactions catalyzed by the three enzymatic activities are:

  • glucose 1-phosphate (about 90% of the glucose molecules released)
  • a small amount of free glucose, the remaining 10% [these are the 1,6 linked residues in the muscle, hexokinase activity (EC 2.7.1.1) is so high that any free glucose molecule is phosphorylated to glucose 6-phosphate, and therefore activated, and metabolized within the cell]
  • a smaller and less branched glycogen molecule.

Metabolic fate of glucose 1-phosphate in muscle and liver

Glucose 1-phosphate is a charged molecule, and therefore it is trapped within the cell.
It is converted to glucose 6-phosphate in the reaction catalyzed by phosphoglucomutase (EC 5.4.2.2), the same enzyme that also intervenes in glycogen synthesis converting glucose 6-phosphate to glucose 1-phosphate. This enzyme catalyses a reversible reaction: the direction is determined by the relative concentrations of the two molecules, and in this case moves the phosphate group from C1 to C6.

Glucose 1-Phosphate ⇄ Glucose 6-Phosphate

In the muscle, and in most of the other organs and tissues, glucose from glycogenolysis enters glycolysis as glucose 6-phosphate, bypassing the activation step catalyzed by hexokinase. Therefore, glycogen phosphorylase, releasing an already “activated” glucose molecule, saves an ATP. An ATP molecule is required to synthesize another glycolytic intermediate, the fructose 1,6-bisphosphate.
In this way, some of the activation energy required for glycogen synthesis is conserved: the net yield of ATP per glucose molecule by glycolysis to lactate is 3 rather than 2, an advantage for the working muscle. The overall equation is:

Glucógeno(n glucose residues) + 3 ADP + 3 PI → Glycogen(n-1 glucose residues) + 2 Lactate + 3 ATP

En el hígado glucose 6-phosphate from glycogen is dephosphorylated by glucose 6-phosphatase (EC 3.1.3.9), and then released into the bloodstream. These are the steps in the removal of glucose units, in the form of phosphorylated glucose, by hepatic glycogenolysis:

Glucógeno(n glucose residues) + PI → Glucose 1-Phosphate + Glycogen(n-1 glucose residues)

glucose-6-phosphate + H2O → glucose + PI

Glucógeno(n glucose residues) + H2O → Glycogen(n-1 glucose residues) +Gglucose


15.5: Coordinated Regulation of Glycogen Synthesis and Breakdown - Biology

C2006/F2402 '04 OUTLINE OF LECTURE #15

(c) 2004 Dr. Deborah Mowshowitz, Columbia University, New York, NY . Last update 03/11/2004 12:46 PM .

Handouts: Need 14C (Homeostasis), 14D (Temperature Regulation), 15 A -- Glucose Homeostasis 15 B -- Lactation & Stress Response

I. Homeostasis, cont. How are components of the internal milieu regulated?

A. Regulation of body temperature (in humans) -- the see-saw view (14C)

1. Features not found in glucose case:

una. Multiple sensors in different places (for core and skin temp.)

B. Need separate integrative center (IC).

(1). Role of IC: Compares set-point to actual value, sends appropriate message to effectors.

(2). Sensor/IC function may be combined, as in Glucose example.

(3). Separate IC needed if there are multiple sensors, as in this case.

(4). In this example, IC = hypothalamus (HT)

(5). Role of separate IC: Co-ordinates incoming (afferent) information from sensors compares set-point to actual value, sends appropriate outgoing (efferent) information to effectors.

2. Different body systems involved as effectors

3. Cooling vs. Heating -- What can effectors do? Effectors can increase or decrease heat loss can only incrementarheat generation. (No air conditioner.) Therefore ability of humans to cope with very cold environments is better than their ability to cope with excessively hot environments.

Try Problem 5-2, c. & 5-5.

4. Metabolic rate and temperature control in homeotherms (organisms with aprox. const. internal temp.) that are endotherms (generate own heat internally) as vs. poikilotherms/ectotherms. (See Purves p. 700 [p. 817] for further discussion of these terms.) See handout 14D, top.

una. Constriction/dilation of blood vessels uses relatively little energy. This allows adjustment of body temperature without changing metabolic rate in range of external temperature called the "neutral zone."

B. Both heating (by shivering) and cooling (by sweating) require lots of energy. Therefore MR (metabolic rate) increases outside neutral zone at both high and low temperatures.

C. Overall how MR (metabolic rate) changes with external temperature (see handout 14D, top or Purves, fig. 40.15 [37-19]). Thermo-neutral zone is bounded by critical temperatures = points at which shivering or sweating occur = set points for shivering or sweating.

B. Body Temperature and the General Case -- The Circuit View -- see handout 14D, bottom.

  • Shift curve of MR vs external temp to right shivering and sweating both kick in at higher temps. (You don't have to cool off as much to start shivering and you need to heat up more to stop sweating.) Raises set point (desired level) & actual level of internal body temperature.

  • Why fevers? High temperatures prevent bacteria from obtaining iron from host & improve immune function.

(2). Feedforward or anticipation -- Planning ahead. Altering set points and/or critical points to adjust to anticipated factors. (Or you can think of it as just ignoring the usual critical points.) Examples:

Body temperature: Skin temperature affects critical temperature/set points for generating heat and/or shivering. If body is cold, but it's warm outside, shivering can be postponed, saving energy, and you'll still warm up. This is equivalent to lowering (or ignoring) set point/critical points for shivering, not changing set point of internal body temperature. Changes what effectors and what controlled processes you use to warm up, but not the end result. (See Purves, fig. 40. 19 [37.23]).

Secreting insulin when you start to digest food in the stomach, but before the digestion products (glucose, amino acids etc.) reach the blood. This way tissues will be ready to take up the glucose as soon as it enters the blood.

C. What other components of internal milieu are regulated besides glucose, temperature? Many nutrients like amino acids concentrations of water, salts and ions (Na+, K+ etc.), gases (CO2, O2), waste products, volume & pressure of blood, and pH.

Try Problems 5-3, 5-4, & 5-9.

II. Circuitos coincidentes y señalización: un ejemplo: cómo funciona el circuito de glucosa a nivel molecular / de señalización

A. Re-consider the circuit diagram for homeostatic control of blood glucose levels -- what goes along the arrows, and what happens in the black boxes? (See handouts 14C & 14D or Purves 50.20 [47.19])

B. Mechanism of Action of hormones Involved

1. Insulin

una. Receptor: Insulin works through a special type of tyrosine kinase linked receptor See Purves 15.7. La insulina tiene muchos efectos en las células y el mecanismo de transducción de señales es complejo (activa múltiples vías). In many ways, insulin acts like a GF (it has GF-like effects on other cells is in same family as ILGF's).

B. Effect on GLUT 4: In some tissues (muscle, adipose), insulin mobilizes transporter for facilitated diffusion (of glucose) -- GLUT 4 protein -- promotes fusion of vesicles containing the transporters with plasma membrane. Ninguna otra hormona puede provocar este efecto.

C. Otros efectos: In other tissues, insulin promotes utilization of glucose -- activates appropriate enzymes for glycogen, fat storage.

D. En general: promotes uptake & utilization of glucose.

una. Receptor: Glucagon works through a G protein linked receptor that triggers the cAMP pathway (as for epinephrine).

B. Effects: Effects on tissues vary generally promotes production/release of glucose, not uptake or utilization.

C. Receptor triggers same pathway as epinephrine. Note that the same signaling pathway can be used for two different hormones (epinephrine & glucagon).

(1). Epi. & glucagon bind to different receptors, but both receptors activate the same G protein and trigger the same series of events --> cAMP --> etc. so get same response to both hormones in mismo tejido.

(2). Receptors present on cell surface determine which tissues will respond to each hormone. Muscle has Epi receptors and responds to Epi but not glucagon liver has receptors for both and responds to both.

(3). Two hormones control same process (glycogen metabolism) for different purposes -- Epi to respond to stress glucagon to respond to low blood sugar (maintain homeostasis).

(4). Same hormones give diferente response in liver vs adipose tissue. ¿Cómo? Both hormones trigger production of cAMP and activation of PKA. But different enzymes and processes (glycogen metabolism vs. fat metabolism) available to be controlled by same kinase.

C. Absorptive vs Postabsorptive State -- A more complex view of the circuit (See Purves fig. 50.21 [47.20]) & handout 15A.

1. ¿Qué está siendo regulado realmente por la insulina y el glucagón? Realmente dos cosas diferentes:

una. Mantenimiento de la homeostasis de la glucosa

B. Gestionar un evento episódico (comer) - esto puede considerarse solo otro ejemplo de homeostasis - aquí la naturaleza 'episódica' de comer genera dos estados básicos que deben controlarse de manera diferente para mantener la homeostasis.

2. Hay dos estados principales of food (not just glucose) supply:

una. Absorbente -- anabolic --> synthesis & storage of macromolecules glucose is primary energy source. In this state, right after you eat, the risk is that blood glucose levels will rise too much.

B. Posabsorción -- catabolic --> breakdown of macromolecules. and synthesis of glucose from smaller stuff (gluconeogenesis) fatty acids are primary energy source (except in brain). In this state, between meals, the risk is that blood glucose levels will fall too much.

3. Roles of Effectors = target organs (see handout 15A) in raising/lowering glucose levels.

una. Hígado -- carries out both storage and release of glucose so acts as buffer only organ that can release glucose into blood and does gluconeogenesis takes up glucose without insulin (does not use GLUT 4).

B. Músculo -- stores or releases energy and protein.

C. Adipose - almacena o libera grasas / ácidos grasos.

D. All three organs co-operate -- have pathway in post-absorptive state that uses all three involves traffic of components from one tissue to another.

4. Roles of the Hormones

una. Insulin. Absorptive state is absolutely dependent on insulin. What does insulin do?

(1). In liver

(a). Insulin promotes glycogen synthesis (& breakdown of glucose for energy) -- uses glucose up.

(B). Insulin inhibits glycogen breakdown (& gluconeogenesis) -- inhibits production and release of glucose.

(C). Insulin also promotes glucose uptake, but not directly. Insulin promotes uptake by increasing phosphorylation and utilization of glucose.

(2). In other tissues(adipose tissue, resting skeletal muscle)

(a). Insulin promotes synthesis of storage forms of metabolites -- fat (triglycerides), glycogen, &/or protein

(B). Insulin inhibits breakdown of stores of fat, glycogen etc.

(c) Insulin directly stimulates glucose uptake. Insulin mobilizes the glucose transporter (GLUT4) so glucose uptake can occur. Insulin is required for uptake of glucose into these tissues.

(3). Nota:Insulin is not required for uptake of glucose in brain, liver or working skeletal muscle. Liver and brain use different transporters (GLUT 1, 2 & 3) located permanently in the plasma membrane, and exercise mobilizes GLUT4 in skeletal muscle.

B. Glucagón . Postabs. state largely caused by lack of insulin also utilizes glucagon but stress hormones (cortisol and epinephrine) can fill in for glucagon. What steps are affected by Glucagon?

(1). En hígado: Promotes catabolism (breakdown) of glycogen, promotes gluconeogenesis and inhibits synthesis of glycogen (all through cAMP).

(2). In adipose: Inhibits synthesis and promotes breakdown of fats (through cAMP).

(3). In muscle: No effects -- muscle lacks glucagon receptors.

Si tiene preguntas sobre este tema, consulte problem set 7 -- additional problems.

III. Lactation: Example of Positive Feedback & Use of Neuronal signals See 15B.

A. Overall Loop : suckling by baby ---> milk ejection ("letdown) --> more suckling --> more milk ejection etc. until baby stops nursing.

B. Signaling Pathway : Suckling by baby stimulates nerve endings in nipple ---> nerve signal to HT --> release of oxytocin from post. pit. --> contraction of myoepithelial cells (similar to smooth muscle) surrounding alveolus (milk producing section of mammary gland) ---> milk ejection from lumen of alveolus ---> etc.

At same time, HT neurons stimulate ant. pit to release prolactin (PL) ---> stimulates inner layer of cells surrounding lumen of alveolus --> promotes milk production and secretion of milk into lumen of gland.

Question to think about: what's the circuit look like here? What's the IC? The effector? Etc.

Try problems 7-14 & 7-18.

To look at a more complex case using nerves & hormones helps to look at basic organization of nervous system first. This section is FYI -- not covered in class -- will be discussed after nerve cell function.

IV. How is Nervous System organized overall?

1. CNS = brain + spinal cord

2. PNS -- Part of nervous system outside of CNS. See Purves 46.2 [43.2] -- Names of Divisons

una. Two divisions of PNS: Afferent (carrying info into the CNS) vs Efferent (carrying info away from the CNS)

B. Two divisions of Efferent: Somatic (controls skeletal muscle = voluntary actions) vs autonomic (controls all unconscious responses = automatic actions )

C. Two divisions of autonomic: Parasympathetic (PS) vs Sympathetic (S)

B. How do PS and S co-operate? (See Purves 46.11 [3.11])

1. What do they innervate (what organs to they connect to)?

una. Many organs innervated by both

B. Some organs innervated by only one

(1). liver, sweat glands -- S only

(2). tears -- PS only

2. What results does stimulation (signal from nerve) produce?

una. Not always S excites PS inhibits. Ex: salivation -- S inhibits PS excites

B. Usually S --> response needed in a crisis PS --> response needed to return to relaxed state.

C. Ejemplos:

(1). Effects of S -- heart rate increases liver releases glucose bladder relaxes (to hold more).

(2). Effects of PS -- heart rate decreases, digestion & salivation increase.

V. Stress response -- How do hormones and nerves act together to respond to stress? See handout 15B.

A. Phase one -- Sympathetic activity stimulates target organs (that are not glands) --> Direct response of heart, liver, lungs, etc.

B. Phase two -- Sympathetic activity --> activation of glands

1. Stimulate pancreas ---> glucagon increases insulin decreases --> additional stimulation of some target organs

2. Stimulate adrenal medulla --> release of epinephrine --> stimulation of same targets as sympathetic activity & some additional targets -- hormones can reach where nerves can't go.

C. Phase three -- stimulate HT/AP axis to produce cortisol

HT in brain ---> releases CRH --> AP ---> releases ACTH --> adrenal cortex ---> produces cortisol --> target organs ---> stimulation of breakdown of fats & protein (instead of glucose) inhibition of immune system.

Note that each additional phase is slower but involves additional degrees of amplification due to second messengers, transcription, etc.


15.5: Coordinated Regulation of Glycogen Synthesis and Breakdown - Biology

C2006/F2402 '07 OUTLINE OF LECTURE #18

(c) 2007 Dr. Deborah Mowshowitz, Columbia University, New York, NY . Last update 04/11/2007 01:41 PM .

Handouts: Need 17B, 18A (Homeostasis) -- Seesaw view for Glucose and Temperature Regulation 18 B -- Lactation & Typical Circuit

I. Organization -- How are cells set up to co-operate in a multicellular organism? See last lecture & 17B.

II. How is a component of the internal milieu regulated?

A. Let's look at a specific example, namely blood glucose. The see-saw view. See handout 18A or Purves 50.19 (50.20).

1. Have a regulated variable -- glucose level in blood.

2. Need a sensor (or receptor) -- to measure levels of "regulated variable" (glucose). Here, sensor is in pancreas.

3. Need effector(s) -- to control levels of regulated variable (glucose) -- usually have one or more effectors that respond in opposing ways. In this case, effectors for uptake of glucose are liver, adipose tissue, and skeletal muscle effector for release of glucose is liver.

Note: Some of the terms discussed here are used differently in molecular biology and in physiology. Fortunately, the meaning is usually obvious from the context. For example, the terms "effector" and "negative feedback" are used differently in the two contexts. In physiology, "effector" usually means "a tissue or organ (like muscle or liver) that carries out an action and thus produce an effect." In this example, the effectors = organs that act to raise or lower the blood glucose. In molecular biology, the term "effector" is usually used to mean "a modulator of protein function." A modulator = a small molecule (like an inducer, enzyme activator etc.) that binds to a protein, alters the shape and/or function of the protein, and thus triggers an effect. See below for comments on 'negative feedback.'

4. Have a set point -- the level the regulated variable (blood glucose) should be. Set point is also sometimes used to mean the level at which corrections (to raise or lower the value) kick in.

In most cases, there is no significant difference between these two definitions of set point. In some cases, the desired value (first definition) and the value at which corrections occur (second definition) may be different. For example, there may be two cut-off points-- upper and lower, that bracket the desired level of a regulated variable. At levels above or below the respective cut-off points, messages are sent to the appropriate effectors to take corrective action. The term "critical values" is sometimes used instead of "set points" to describe the cut-off point(s).

5. Signaling -- need some signal system to connect the sensor(s) and the effector(s). Can be nervous &/or hormonal. In this case, primary (but not only) signal is hormonal & primary hormones (signals) are insulin & glucagon.

6. Negative Feedback -- the system responds to negate deviations from the set point. Important features:

una. Works to stabilize blood glucose levels

B. System is self-correcting -- Deviations in either direction (if blood glucose is either too high or too low) are corrected back to standard.

C. There are two opposing actions by effectors, not just one.

(1). If [G] gets too high, effectors take G up from blood. (top half of seesaw diagram)

(2). If blood [G] gets too low, effector releases G to blood. (bottom half of seesaw diagram)

D. Negative feedback is not always inhibition. En este caso, un aumento in glucose uptake is used to help más bajo high blood sugar levels. The deviation from the set point was fixed by accelerating, not inhibiting, a process. In negative feedback, deviations from the set point can be corrected either by speeding up a process (such as glucose uptake) or slowing down a process (such as glycogen breakdown to glucose).

mi. How is this different from positive feedback? In positive feedback, the system responds to incrementar deviations from the set point -- a small deviation triggers a bigger one, which triggers a bigger one and so on. The deviations get bigger and bigger until → boom! (See lactation, below, for an example.)

F. Terminología: In physiology, negative feedback means the system is self correcting as in b & d above. It doesn't matter whether the corrections are achieved by inhibition (turning off the heater) or acceleration (turning on the air conditioner). In biochemistry, negative feedback usually means inhibition of an earlier step.

7. Value of regulated variable does not remain exactly constant , but stays within narrow limits.

See problem 5-1 & 5-2 a & b.

B. Example #2 -- Regulation of body temperature (in humans) -- the see-saw view (handout 18A)

1. Note many features are same as in glucose case.

2. Features not found in glucose case:

una. Multiple sensors in different places (for core and skin temp.)

B. Nature of Signal -- Signals are neuronal, not hormonal

C. Integrative center (IC)

(1). Role of IC: Compares set-point to actual value, sends appropriate message to effectors.

(2). Type of IC

(a). Sensor/IC function may be combined, as in Glucose example.

(B). Separate IC needed if there are multiple sensors, as in this case. IC co-ordinates incoming information from multiple sensors

(3). In this example, IC = hypothalamus (HT)


Ver el vídeo: Síntesis y Degradación de Glucógeno (Diciembre 2022).